MYASE : animaux de compagnie se font tuer par les mouches

Grand sage Nombre de messages : 1483 Date d'inscription : 24/09/2011

Cette phase est marquée par une aggravation des symptômes décrits ci-dessus associée à une atteinte de l’état général. Les animaux sont amaigris, prostrés et anémiés. Les troubles sont présents même au repos. Ils se caractérisent par une dyspnée, une discordance et une toux quinteuse et émétisante.
A l’auscultation cardiaque, les signes d’une insuffisance cardiaque droite sont retrouvés : dédoublement du premier bruit, présence d’un souffle tricuspidien. Une tachycardie est notée, le gonflement des veines jugulaires et des veines sous-cutanées de l’abdomen également.
- phase terminale
L’état général se détériore peu à peu, allant même jusqu’à la cachexie. La détresse respiratoire s’intensifie. La toux persiste. Des crises d’asphyxie sont possibles. L’insuffisance cardiaque droite est à l’origine d’ascite, d’œdèmes, d’hépatomégalie, d’insuffisance rénale (comme dans le cas de la dirofilariose).
En l’absence de traitement, l’issue est fatale. L’animal peut décéder à tout moment. (8,10,16,35,46)
2.2.2. Formes particulières
- forme aiguë
Cette forme sévit rarement et surtout chez de jeunes chiens, infestés rapidement et massivement.
21
Le tableau clinique est celui d’une pneumonie ou d’une broncho-pneumonie avec dyspnée inspiratoire, jetage muco-purulent, parfois hémorragique, altération rapide de l’état général et hyperthermie. L’évolution de cette forme est généralement fatale en une semaine. Cependant quelques animaux (moins parasités et/ou plus résistants) présentent une amélioration clinique au bout de 2-3 semaines, et développent alors une forme chronique.(8,35)
- forme oculaire
Des adultes et des stades immatures ont été retrouvés dans la sphère oculaire, dans la chambre antérieure ou postérieure de l’œil. Cette migration erratique entraîne le plus souvent une iritis et une uvéite.( Cool

- forme rénale
Cette forme résulte de migrations anormales (des larves infestantes L3 surtout) ou de la présence de L1 dans la grande circulation. Elle peut également survenir suite au dépôt d’immun-complexes.( Cool

- forme cutanée
Diverses formes cutanées ont été signalées : œdèmes de la face ou des membres, hématomes sous-cutanés, lésions nodulaires cutanées (résultant d’une migration erratique).( Cool

- forme digestive
De rares migrations erratiques du stade larvaire L3 peuvent entraîner des lésions du tube digestif ou du mésentère, se traduisant cliniquement par une diarrhée.( Cool

- trouble de la coagulation
L’angiostrongylose serait responsable de troubles de coagulation.
22
3. DIAGNOSTIC DE LABORATOIRE
3.1. Dirofilariose
3.1.1. Evaluation biochimique et hématologique des lésions
Le bilan biochimique et hématologique est important pour le diagnostic (malgré son manque de spécificité) mais aussi pour la décision thérapeutique. En effet, de nombreux produits utilisés présentent une toxicité rénale et/ou hépatique. (6,36,60)
- variations des paramètres biochimiques
L’atteinte rénale peut être mise en évidence par l’augmentation des valeurs de l’urée et de la créatinine. L’insuffisance rénale est le plus souvent de type prérénale et rétrocède généralement bien après perfusion. C’est la conséquence des perturbations cardiaques droites. Le pronostic est par contre beaucoup plus défavorable en cas de syndrome néphrotique (protéinurie et hypoprotéinémie).
Une atteinte hépatique est recherchée en dosant les paramètre tels que SGPT, PAL, ALAT. En effet, la congestion passive secondaire à l’insuffisance cardiaque droite entraîne des dommages hépatiques. La décision thérapeutique en découlera, sachant que les produits arsenicaux sont hépatotoxiques. Il est donc obligatoire de faire un bilan hépatique avant et pendant le traitement.
- numération et formule sanguine
Une numération et une formule sanguines doivent être réalisées avant toute mise en place de traitement afin de suivre l’évolution et de détecter des saignements, une coagulation intravasculaire disséminée, ou une thrombose pulmonaire. En cas d’infestation massive, une anémie régénérative peut être observée, par destruction mécanique des hématies. La formule leucocytaire est souvent modifiée, étant donné l’existence de phénomènes inflammatoires : une éosinophilie et une basophilie sont souvent mises en évidence. Une thrombocytopénie (taux plaquettaire inférieur à 50 000/mm³ ) est observée.
23
3.1.2. Modifications électrophorétiques en cas de dirofilariose à Dirofilaria immitis
La réalisation d’une électrophorèse des protéines sériques peut être intéressante pour évaluer le fonctionnement hépatique lors de dirofilariose sévère et aussi de différencier l’infestation par Dirofilaria immitis de celle de Dirofilaria repens selon les modifications électrophorétiques des protéines sériques.
Dans le cas de D. immitis, lorsque le trouble reste mécanique, les modifications sont mineures et concernent les β3 et γ. Elles deviennent par contre importantes lorsqu’il existe une atteinte tissulaire organique évolutive secondaire à la dirofilariose ou à une affection concomitante. Ainsi, l’électrophorèse met en évidence un trouble à prendre en considération avant et après l’élimination du parasite.
Dans le cas de D. repens, l’électrophorèse des protéines sériques est caractérisée par une augmentation en pic de la fraction rapide de la globuline α2. Puis au cours de l’évolution de la maladie, le pic s’atténue, la base s’élargit, un bloc β1-β2, puis β2-β3 apparaissent. Au dernier stade de la maladie, α1 devient un épaulement de α2. Ceci témoigne d’une évolution constante entraînant une hypergammaglobulinémie polyclonale diffuse. Ainsi, les modifications traduisent une inflammation subaiguë constante, aidant à situer le stade de la maladie.
Ainsi, l’électrophorèse constitue un élément utile dans un bilan biochimique pour la dirofilariose. (45)
24
3.1.3. Diagnostic par mise en évidence des microfilaires
Dirofilaria immitis est vivipare. Les filaires femelles pondent les microfilaires qui ont une localisation sanguicole. Ainsi, leur mise en évidence se fait lors d’un examen sanguin.
- dépistage des microfilaires sanguicoles
La recherche s’effectue sur du sang périphérique. Plusieurs techniques sont possibles.
* étalement sanguin
Les microfilaires sont mises en évidence sur les bords et les franges de l’étalement sanguin. Elles sont visibles sans coloration. Cependant une coloration (May Grunwald Giemsa) permet d’étudier plus précisément leur morphologie. Cette méthode est simple à réaliser mais est sûre seulement à 41.25%. (6,34)
* goutte épaisse
Cette technique est peu utilisée en médecine vétérinaire.
Une goutte de sang est déposée sur une lame dégraissée. A l’aide de l’angle d’une lamelle, elle est étalée sur un cercle d’un centimètre environ, en réalisant des mouvements de rotation concentriques. La lame sèche ensuite pendant 24 heures à température ambiante ou en une heure à 37°C. Puis elle est trempée dans un bain d’eau distillée. Cette étape a pour but de deshémoglobiniser la préparation. Une fois la lame entièrement décolorée, elle est à nouveau séchée puis colorée au May Grunwald Giemsa ou au Giemsa seul après fixation à l’alcool méthylique. Elle permet de mettre ainsi en évidence près des 2/3 des chiens microfilarémiques. (34)
* examen direct entre lame et lamelle
Une goutte de sang suffit. Elle sera obtenue à partir d’un prélèvement sanguin sur anticoagulant ou directement à l’oreille après une légère incision cutanée à la face interne. Cette goutte est placée entre lame et lamelle, puis observée au microscope. Les embryons se contorsionnent à la lumière vive. Ainsi, au faible grossissement et sous lumière intense, la
25
présence de microfilaires se traduira par des mouvements anormaux des hématies. Au plus fort grossissement, le diaphragme fermé, les parasites sont visualisables.
Cette technique n’est fiable qu’à 61%, mais elle est facile et rapide à réaliser.(6,34)
* méthode de Schalm et Jain
Le sang doit être prélevé sur anticoagulant puis centrifugé. L’observation se fait ensuite au microscope et montre la zone plasmatique près des globules blancs, où se trouvent les microfilaires. Ils apparaissent comme de fins filaments réfringents, mobiles dans le plasma. L’interprétation est assez difficile, surtout si peu de microfilaires sont présentes, et son efficacité serait équivalente voire inférieure à l’examen direct, méthode très simple à analyser et à réaliser. Ceci est donc peu intéressant pour un praticien. (34)
* méthode de Knott modifiée
Cette méthode comme la suivante (par filtration) repose sur l’examen d’une plus grande quantité de sang après hémolyse et concentration, et donc permet une meilleure mise en évidence des parasites.
La recherche des microfilaires se fait sur 1 ml de sang prélevé sur anticoagulant. A cela, 9 ml d’une solution hémolysante (acide acétique à 2%) sont ajoutés. Cette préparation est ensuite centrifugée 5 minutes à raison de 3000 tours par minute. Le surnageant est éliminé, tandis que le culot, contenant les éventuelles microfilaires (figure n°4), est coloré au bleu de méthylène. Il faut veiller à décoller les parasites ayant adhéré à la paroi du tube. La lame est ensuite examinée au microscope, diaphragme fermé.
Cette méthode est considérée comme la méthode de référence pour la recherche des microfilaires. L’examen de tout le culot permet de réaliser une numération des parasites. Mais il faut pour cela faire plusieurs préparations. 93,75% des chiens microfilarémiques sont ainsi détectés.(34)
26

4

Grand sage Nombre de messages : 1483 Date d'inscription : 24/09/2011

Figure n°4 : visualisation de microfilaires de Dirofilaria immitis selon la méthode Knott (22)
* méthode par filtration
Cette méthode consiste à faire passer 1 ml de sang hémolysé à travers un filtre de polycarbonate dont les pores mesurent 3µ. La membrane filtrante est déposée sans être retournée sur une lame. L’examen peut être direct à diaphragme fermé ou après coloration. Il existe divers kits commerciaux dont le Filarassay ® (figure n°5) et le Difiltest ®
Figure n°5 : microfilaires sur filtre Filarassay ® (24)
Contrairement à la méthode précédente, celle-ci permet d’observer 1 ml de sang à partir d’une seule préparation. Son efficacité est comparable à la méthode de Knott (93,75%).(34)
27
- identification des microfilaires
• nombre et mouvement des larves à l’examen direct
L’observation de microfilaires ne signifie pas obligatoirement l’existence d’une filariose cardiaque. Une diagnose différentielle (tableau n°3) doit être faite entre les microfilaires observables dans le sang circulant. (11)
Le nombre de microfilaires dans le sang périphérique n’est pas constant tout au long du nycthémère. En France, la microfilarémie est maximale à 20 heures et minimale à 8 heures. La microfilarémie présente donc une périodicité nycthémérale, mensuelle (le taux est maximal lors de la pleine lune), et enfin saisonnière avec un maximum en juillet- août et un minimum en hiver. (38)
Une microfilarémie très élevée est souvent associée à une infestation par Dirofilaria immitis. Les mouvements larvaires donnent également une indication. Les microfilaires de Acanthocheilonema reconditum ondulent vivement et traversent le champ, alors que les microfilaires de Dirofilaria immitis se contorsionnent sur place.
* morphologie larvaire
L’étalement sanguin coloré au MGG ou au Giemsa seul permet l’étude morphologique des microfilaires.
· allure générale
Les microfilaires de D.immitis sont rectilignes, alors que celles de D.repens ont une queue légèrement incurvée. Les microfilaires de Acanthocheilonema reconditum sont caractérisées par une queue en crochet. (18,38)
· mensurations
Le tableau n° 8 indique les mensurations des microfilaires sanguicoles. Toutefois, ces données ne représentent pas un critère de diagnostic fiable, car l’emploi d’anticoagulants et certaines méthodes de fixation des préparations modifient la taille des microfilaires.
28
Tableau n° 3 : dimensions des microfilaires sanguicoles appartenant à diverses espèces de filaires du chien.(11,34)
Vers
Dirofilaria immitis
Dirofilaria repens
Acanthocheilonema
reconditum
Acanthocheilonema dracunculoïdes
Longueur
220-340 µ
290-360 µ
200-230 µ
199-230 µ
Largeur
5-6.5 µ
6-8 µ
4-5 µ
5-6 µ
Espace céphalique
rectangle
carré
rectangle
Extrémité antérieure
régulière
régulière
irrégulière
Queue
longue et effilée
longue et effilée
Extrémité caudale
rectiligne
incurvée
en hameçon
en hameçon
29
· anatomie
La position de certains éléments anatomiques par rapport à la longueur totale de l’embryon, nous oriente plus précisément que la méthode précédente. La figure n°6 shématise une microfilaire. Il s’agit de l’espace céphalique (partie du corps comprise entre l’extrémité antérieure proprement dite et les premiers noyaux somatiques visibles après coloration May-Grünwald-Giemsa), de l’anneau nerveux, du pore excréteur, de la cellule excrétrice, des cellules génitales (R1 à R4), du pore anal et de la dernière cellule somatique de la queue (tableau n°4)
Cependant, ces éléments sont sujets à variation. Il est nécessaire d’examiner plusieurs parasites et établir une valeur moyenne. Ceci est donc limité par le nombre de microfilaires dont on dispose.
Tableau n°4 : Localisation en % par rapport à la longueur totale des principaux éléments anatomiques des microfilaires sanguicoles du chien.(34)
Dirofilaria immitis
Dirofilaria repens
Acanthocheilonema dracunculoïdes
Anneau nerveux
21,4-22,8
20,1
19,05-21,26
Pore excréteur
29,3-31
29,2
28,30-36 ,22
Cellule excréteur
35-36,8
R1
61,9-64,4
Pore anal
74,8-77,8
75,7
74,49-82,99
Dernier noyau somatique
90,9-92
89,6
89,88-95,50
30
Figure n°6 : schéma d’une microfilaire (34)
extrémité caudale
pore anal
cellules génitales
corps interne
cellule excrétrice
pore excréteur
anneau nerveux
noyaux somatiques
espace céphalique
31
* coloration histochimique
Cette technique permet d’identifier les microfilaires avec une grande certitude. Elle peut être réalisée sur des étalements sanguins si la microfilarémie est suffisante. Sinon, il convient de pratiquer un enrichissement par hémolyse suivie d’une filtration.
L’activité phosphatasique acide se manifeste par une coloration rouge brique de certains organes des embryons. Selon l’espèce, la coloration apparaît à des endroits différents. Cela permet de les différencier (tableau n°5 et figure n°7).
Tableau n° 5 : zones d’activité phosphatasique acide des microfilaires sanguicoles du chien (11, 34)
Dirofilaria immitis
Dirofilaria repens
Acanthocheilonema reconditum
Acanthocheilonema dracunculoïdes
Zones d’activité phosphatasique acide
2 zones :
Pore excréteur
Pore anal
1 zone :
Pore anal
Zone diffuse à toute la microfilaire
2 zones :
pore excréteur
pore anal
figure n°7 : zones d’activité phosphatasique acide d’une microfilaire de Acanthocheilonema reconditum (à gauche) et de Dirofilaria immitis (à droite)(24)
32
Ainsi, il existe divers moyens relativement sensibles et spécifiques pour confirmer une suspicion de dirofilariose. Toutefois, les cas amicrofilarémiques ne sont pas décelés, les faux négatifs sont possibles. Il est donc intéressant de déceler en parallèle la présence de vers adultes.
3.1.4. Diagnostic sérologique
- mise en évidence d’anticorps
Différentes réactions immunologiques ont été proposées pour rechercher les filarioses cardiopulmonaires, surtout les formes occultes ou amicrofilarémiques. La qualité d’un test est appréciée en fonction de sa spécificité (éviter les réactions croisées) et de sa sensibilité (résultat positif même en présence d’un faible nombre de parasites). Il existe des variations de sensibilité et de spécificité selon l’antigène choisi : microfilaires in utero ou circulantes, larves infestantes ou filaires adultes. Ces réactions ont perdu de l’intérêt aujourd’hui. (6,34)
* mise en évidence d’anticorps anti-microfilaires
Plusieurs protocoles de recherche de ces anticorps ont été proposés, utilisant surtout l’hémagglutination directe ou indirecte, l’immunofluorescence indirecte ou la technique ELISA. Aucun ne s’est avéré suffisamment spécifique, sensible et facile d’utilisation.
* mise en évidence d’anticorps anti-adultes
Plusieurs méthodes de recherche ont été mises en œuvre : l’intradermo-réaction, l’hémagglutination indirecte, l’agglutination du latex, la fixation du complément, l’immunofluorescence indirecte, la technique ELISA.
Différents antigènes sont générateurs d’anticorps, à savoir les antigènes somatiques ou de surface, les produits d’excrétion et de sécrétion.
La fiabilité des résultats varie d’une technique à une autre. Dans l’ensemble, toutes ces méthodes manquent de spécificité. Il existe beaucoup de réactions faussement positives, dues à des réactions croisées avec d’autres parasites, dont Acanthocheilonema reconditum et Toxocara canis. De plus, il n’y a aucune corrélation entre le taux d’anticorps décelé et le nombre de parasites présents chez l’animal.
33
C’est pourquoi, ces méthodes sont aujourd’hui abandonnées
- mise en évidence d’antigènes solubles circulants de filaires adultes
Les techniques actuelles cherchent à mettre en évidence des antigènes métaboliques circulants produits par les filaires adultes de Dirofilaria immitis.
Des tests d’immunofluorescence indirecte et des épreuves d’agglutination du latex ont été mis en œuvre. Mais deux autres techniques ont été retenues, à savoir une technique d’hémagglutination (par exemple VETRED ® de Rhône Mérieux) et la technique ELISA (par exemple CITE DIROFILARIOSE ® de Rhône Mérieux, DIROCHEK-HEARTWORM ® de Merial et DIASYSTEME -HEARTWORM ® de Binax). (11, 53)
٠la réaction ELISA
Le support de cette réaction est solide et de nature différente selon le test : une membrane de fibre blanche pour le CITE DIROFILARIOSE ®, la paroi du tube pour le DIASYSTEME-HEARTWORM ®, et la paroi d’une microcupule pour le DIROCHEK-HEARTWORM ®. (53)
Les anticorps monoclonaux anti-Dirofilaria immitis sont déposés sur ce support. Le prélèvement (sérum ou plasma) y est répandu. Les éventuels antigènes se fixent aux anticorps. Le conjugué (anticorps marqué par la peroxydase et dirigé contre un épitope de l’antigène) est ensuite ajouté. Afin de révéler la réaction, un substrat est additionné. Celui-ci change de couleur en présence de l’enzyme : incolore, il devient bleu. Entre chaque étape, un rinçage permet d’éliminer les réactifs non fixés. Deux témoins sont également nécessaires, un positif et un négatif.
٠l’hémagglutination
Ce test (VETRED ®) utilise des anticorps monoclonaux bifonctionnels, dirigés à la fois contre l’antigène soluble de D.immitis et une structure de l’hématie canine. Ainsi, en cas d’infestation, l’anticorps se lie à ces deux épitopes et cela se traduit par une agglutination visible à l’œil nu.
34
Ce test est spécifique à 100%, de même pour sa sensibilité en présence d’au moins deux filaires. C’est un test spécifique au chien, rapide d’exécution et convient aux praticiens pour un diagnostic lors d’une consultation, d’autant plus qu’il se fait sur sang prélevé depuis moins de 48 heures.
La figure n°8 présente les principes des tests de mise en évidence des antigènes circulants.
Figure n°8 : principes des tests de mise en évidence des antigènes circulants (3)
HEMAGGLUTINATION
utilisation d’une chimère d’un anticorps anti-antigène et d’un anticorps anti-hématie de chien
hématie + chimère + Ag filarien
réaction
agglutination directe
35
TEST ELISA « sandwich »
sérum ou plasma
Ag plaque avec Ac
réaction Ag-Ac
Ajout du conjugué (Ac 2 + enzyme)
Ajout du substrat enzymatique
(chromogène)
réaction colorée
temps importants : lavage entre chaque réaction
nécessité d’un témoin positif et d’un témoin négatif
36

5

Grand sage Nombre de messages : 1483 Date d'inscription : 24/09/2011

Le taux d’antigènes circulants étant proportionnel au nombre de vers adultes dans le cœur, une analyse quantitative est possible. Ainsi, le CITE SEMI QUANT ® (figure n°9) possède deux spots tests qui détectent des charges vermineuses différentes. L’un des spots ne dépiste que les charges vermineuses supérieures à 1.5 g.
Ce test est spécifique à 100% et sensible à environ 98% . Il peut être utilisé pour toutes les espèces : chien, chat, renard…
Figure n°9 : membrane du test CITE SEMI QUANT ® (6)
Spot test >1.5g
Spot témoin positif
Spot témoin négatif
Spot test <1.5g
Cependant des réactions faussement négatives peuvent se produire :
- en cas de faible infestation (moins de deux vers pour le VETRED ®, moins de cinq pour les autres)
- en présence de parasites immatures (période prépatente)
- en présence de parasites mâles (les antigènes solubles circulants émanant surtout du tractus génital femelle).(5,6,34)
37
3.2. Angiostrongylose
3.2.1. Evaluation biochimique et hématologique des lésions
- variations des paramètres biochimiques
De nombreuses similitudes existent entre ces deux parasitoses.
Les lésions viscérales sont le reflet de l’insuffisance cardiaque et de la stase veineuse. L’analyse des paramètres rénaux et hépatiques confirment l’atteinte viscérale par leur augmentation.
- numération et formule sanguine
Dans la forme chronique, une éosinophilie peut être notée (10-30% de la formule). En phase terminale, les résultats montrent une anémie, due à la spoliation sanguine des vers.
L’angiostrongylose serait responsable de troubles de coagulation. Les stades L1, l’embolisation des œufs et les stades immatures entraînent une thrombocytopénie (avant et après la période prépatente). Cela s’accompagne d’une diminution de l’activité du facteur V, de la diminution de prothrombine et de l’augmentation du facteur VIII. Cela se traduit par une augmentation du temps de Quick et de céphaline-kaolin.(8,35)
3.2.2. Examen coproscopique
Cet examen est utilisé pour le diagnostic de l’angiostrongylose.
Les larves L1 remontent alors les voies respiratoires jusqu’au pharynx où elles sont dégluties. Puis elles se retrouvent dans les fèces à J40-45.
- principes généraux d’une coproscopie
Le diagnostic coprologique est fondé sur la mise en évidence d’éléments parasitaires dans les matières fécales. C’est une recherche quantitative et qualitative.
38
* prélèvements
Les prélèvements doivent être récupérés juste après la défécation. Les fèces restant plusieurs heures au sol risquent d’être contaminés, et les éléments parasitaires fécaux peuvent évoluer ou même être détruits. Dans ces cas-là, l’analyse risque d’être perturbée. Il est recommandé de multiplier les prélèvements.
Le prélèvement doit être identifié et acheminé rapidement dans un laboratoire d’analyses. Il peut aussi être conservé au réfrigérateur pendant plusieurs jours (4-8 jours). Le froid (+4°C) bloque toute évolution des éléments de dissémination et permet de maintenir ces éléments en l’état lors de leur émission. En absence de froid, les selles peuvent être formolées (à 4%). Ces moyens de conservation ne sont pas idéaux étant donné la fragilité des larves, et peuvent donc être à l’origine de problèmes de lecture.
* matériel et méthodes
Le matériel nécessaire est le matériel usuel de laboratoire, à savoir lames, lamelles, microscope. Selon les techniques, d’autres éléments sont utiles.
Deux examens doivent obligatoirement être réalisés : un examen macroscopique et un examen microscopique.
L’examen macroscopique consiste à observer le prélèvement à l’œil nu. Il doit être systématiquement effectué. Il est préférable d’éliminer tout excès de liquide lors de diarrhée. Le port de gant est fortement conseillé.
L’examen microscopique repose sur différentes techniques : méthode directe, méthode d ‘enrichissement par sédimentation et méthode d’enrichissement par flottation.
· technique de Baermann
La méthode la plus utilisée pour la recherche de larves d’Angiostrongylus est la technique de Baermann., présentée sur la figure n°10. C’est une méthode d’enrichissement par sédimentation. Le principe consiste à examiner le culot où les éléments parasitaires sédimentent.
Elle est facile à réaliser et est utile surtout pour la mise en évidence des larves de Nématodes. Le seul inconvénient est que cette méthode nécessite une grande quantité de selles (au moins 15 grammes). Ces larves fuient la lumière et recherchent l’humidité. Les
39
selles sont déposées sur une gaze en contact avec de l’eau. Les larves fuient les fèces soumises à dessiccation, traversent la gaze et gagnent l’eau. Elles sont ensuite recueillies par simple sédimentation au bout de 24 heures.
Figure n°10: technique de Baermann (9)
bécher recueillant l’eau et des larves
descente des larves par sédimentation
eau affleurant la gaze
fécès déposées sur une compresse
· technique de flottation
Elle repose sur l’examen du surnageant dans lequel les éléments parasitaires (plus légers) viennent se concentrer.
Cette méthode donne de bons résultats, mais elle est plus difficile à mettre en œuvre. Certains liquides utilisés sont toxiques et polluants. Les œufs sont parfois déformés.
Le principe (figure n°11) consiste à diluer une petite quantité de matières fécales (3 à 5 grammes) dans un liquide de forte densité (45 ml). Les liquides de flottation les plus utilisés sont le sulfate de magnésium (d=1.28), le sulfate de zinc (d=1.18) et le mélange sulfate et acétate de zinc (d=1.24). L’ensemble est passé sur une passoire à thé de façon à éliminer les
40
gros débris. Plusieurs tubes de 10-15 ml sont remplis et recouverts d’une lamelle. Ensuite, soit ils restent sur un portoir durant 10 minutes soit ils sont mis à centrifuger cinq minutes à 3000 tours par minute. Les éléments parasitaires, plus légers, se concentrent dans la partie supérieur du liquide. C’est donc le surnageant qu’il faut observé. Les lamelles sont alors récupérées et posées sur une lame pour être observées.
Figure n°11: coproscopie par flottation (3)
Il existe des kits qui fournissent le matériel et le liquide de flottation, souvent de moindre densité et donc de moins bonne sensibilité. (3)
- résultats en cas d’angiostrongylose
* identification des larves L1 d’Angiostrongylus vasorum
Le diagnostic d’angiostrongylose par coproscopie repose sur l’identification des larves L1 d’Angiostrongylus vasorum dans les selles.
Sur des selles fraîches, elles sont situées surtout à la périphérie étant donné leur aérobie. Leur morphologie est assez caractéristique : elles mesurent 330-360 µm de long et 15-20 µm 41
de diamètre. Ces larves sont enroulées en point d’interrogation. Elles possèdent un bouton céphalique antérieur et une extrémité postérieure ondulée, à encoche ventrale subterminale.
Il est fortement recommandé de renouveler les examens coproscopiques, parce que la présence des larves dans les excréments est irrégulière.
* diagnostic différentiel
Ces larves ne doivent pas être confondues avec les larves de Strongyloides stercoralis (parasites de l’intestin grêle), Oslerus osleri, Crenosoma vulpis (parasites trachéobronchiques) et Filaroides sp.(3,4,16,63) Le tableau n°6 présente les caractères morphologiques différentiels des larves de Nématodes susceptibles d’être observées par examen coproscopique microscopique.
Tableau n°6 : caractères morphologiques différentiels des larves de Nématodes susceptibles d’être observées par examen coproscopique microscopique
espèce parasite
longueur totale
œsophage
extrémité distale
Angiostrongylus vasorum
350 µm
strongyloïde
double ondulation
Oslerus osleri
230-260 µm
rhabditoïde
queue en S
Crenosoma vulpis
260-330 µm
strongyloïde
queue effilée droite
Strongyloides stercoralis
280-310 µm
rhabditoïde
queue fine pointue
Nématodes libres
> 300 µm
rhabditoïde
queue rectiligne effilée
3.2.3. lavage broncho –alvéolaire
Les larves d’Angiostrongylus vasorum peuvent être visibles dès le 38ème jour suivant la contamination. L’examen cytologique du lavage broncho-alvéolaire confirme le caractère inflammatoire de l’affection. La présence de polynucléaires éosinophiles doit faire rechercher une affection allergique ou parasitaire sous-jacente. (8,9,64)
42
4. DIAGNOSTIC PAR L’IMAGERIE
4.1. Dirofilariose
4.1.1. Radiographie
- réalisation des clichés
Cet examen repose sur la prise de deux clichés (un profil et une face du thorax) pris en fin d’inspiration.
- modifications à rechercher
Sur le cliché de profil (figure n°13), il faut essayer de visualiser l’artère pulmonaire et d’étudier sa division. Normalement, celle-ci se fait « en branche d’arbre ». En cas de dirofilariose cardio-pulmonaire, des images dites « en buisson » sont observées. L’artère est déformée, irrégulière et quelquefois interrompue. Des zones de densification pulmonaire peuvent masquer les lésions vasculaires au cours de l’évolution de la maladie. Il s’agit généralement de lésions parenchymateuses et/ou alvéolaires.
Sur la vue de face (figure n°12), le ventricule droit apparaît déformé, en forme de « D inversé ».
Il faut savoir qu’il n’existe pas de corrélation entre l’importance des troubles pulmonaires observés et le nombre de parasites adultes infestants et que la vascularisation et la forme du cœur peuvent varier d’une race à une autre, sans pour autant être pathologiques.
La radiographie constitue un examen essentiel pour le diagnostic et le pronostic de la dirofilariose cardio-pulmonaire. Le tableau n°7 décrit les anomalies radiologiques selon la classe. Un diagnostic précoce peut être établi à partir de la radiographie. Cela constitue un des examens complémentaires les plus sûrs. Il permet de mettre en évidence les lésions cardiaques, vasculaires, pulmonaires et leur importance. Il permet également la détection de quelques cas asymptomatiques.(6,36,41,50,55)
43
Figure n° 12: cliché thoracique (face) d’un chien atteint de dirofilariose (22)
Cardiomégalie droite
Densification pulmonaire interstitielle
figure n°13 : cliché thoracique (profil) d’un chien atteint de dirofilariose (22)
Densification pulmonaire interstitielle
Augmentation du contact sternal du cœur droit
44
Tableau n°7 : description des anomalies radiologiques selon la classe (27)
RADIOGRAPHIE DU THORAX
CLASSE I
=
PAS DE MALADIE
Aucune lésion ou uniquement de petites densités périvasculaires circonscrites aux lobes caudaux (surtout lobe droit)
CLASSE II
=
MALADIE DE
GRAVITE MOYENNE
- cœur : dilatation du ventricule droit
- artères pulmonaires : irrégularités bien nettes des artères lobaires légèrement élargies
- parenchyme pulmonaire : densification péri-vasculaire mixte (alvéolaire et interstitielle
CLASSE III
=
MALADIE GRAVE
- cœur : dilatation ventriculaire et auriculaire droite
- artères pulmonaires : élargissement évident du tronc pulmonaire, déformation et élargissement des artères lobaires caudales et crâniales, perte de l’arborisation artérielle
- parenchyme pulmonaire : densités pulmonaires diffuses, signes compatibles avec un thromboembolisme pulmonaire ou avec une pneumonie allergique
45
4.1.2. Echographie
- technique d’examen
· préparation du chien
Le chien doit être suffisamment calme pour l’examen. La position exigée varie selon le manipulateur, mais en général la position debout est préférée au décubitus latéral. L’animal doit être tondu au niveau du thorax. Du gel doit être appliqué sur cette région pour faciliter le passage des ultrasons.
· matériel
Il faut une sonde sectorielle, qui permet de réaliser un examen bidimensionnel des structures cardiaques. Le choix de la fréquence dépend de la profondeur du champ à explorer et de la finesse des structures à observer. La fréquence de choix pour un examen échocardiographique est de 5 méga-hertz. Elle permet de réaliser cet examen sur tous les chiens, sauf les très grandes races pour lesquelles une sonde de 3,5 méga-hertz est plus appropriée et les très petites races avec une sonde de 7,5 méga-hertz.
- réalisation de l’examen échocardiographique
Le cœur du chien est relativement mobile, placé sur un axe oblique droite/gauche, de l’avant vers l’arrière, à l’intérieur d’un thorax comprimé latéralement.
L’abord est intercostal droit ou gauche. A droite, les meilleures images sont obtenues entre le troisième et cinquième espace intercostal. Cette position permet l’obtention de coupes transversales du cœur et d’une coupe longitudinale dite « grand axe ». C’est l’abord utilisé pour l’étude de la fonction cardiaque gauche. A gauche, le meilleur positionnement se situe entre le troisième et le sixième espace intercostal. Cette localisation permet d’obtenir la vue « quatre cavités », qui montre les quatre chambres cardiaques et les valves atrioventriculaires.

6

» myase : moutons ect = mouches tuent les animaux domestiques
» lapin: myase = mouches pondent oeufs asticot dévore vivant
» MOUCHES TUE ANIMAUX OEUFS LARVEs DEVORE LES ANIMAUX VIVANTS
» les gens qui font du mal aux animaux
» ANIMAUX DE COMPAGNIE