MIASIS :MOSCAS MATAN ANIMALE ponen HUEVO gusano en animales

Mon chat ne va pas bien

bib02/07/2006

Je téléphonerai au vété demain, mais en attendant, vous pourrez peut être m'aider. Ce soir, je l'ai trouvé avec des mouches vertes qui ont pondu dans son pelage, à l'arrière. Pourtant il n'a aucune blessure. Il est très vieux, malade (les reins), de plus en plus faible et on sait qu'on va devoir lui dire au revoir bientôt, mais tant qu'il ne souffre pas, on le laisse vivre. Il a reçu on bon shampoing (il adore ça), une longue douche avec brossage (il ronronnait) puis du séchoir à cheveux puis un brossage d'une bonne heure pour éliminer le moindre oeuf. Il est maintenant dans une pièce à l'abri des mouches, et il y restera. Je suppose que c'est mauvais signe ... Il ne mange pratiquement plus depuis hier et a du mal à avaler (peut-être des vers intestinaux ?).

Avez-vous des expériences semblables ?

Merci d'avance.
Zaventem02/07/2006 20:50
Mon Chat à une insuffisance rénale; Il a 17 ans. Il a le sida du chat et il boit beaucoup d'eau et ne mange pas trop. Parfois il vomit sa salive et manque de s'étrangler.
Il dort beaucoup...

Il faut se rendre chez son vétérinaire pour voir quel traitement serait le mieux pour ton chat, bib. Souvent, des médicaments (pas facile à donner) mais très utile pour retarder, voir pour faire disparaître l'insuffisance. Chaque cas est différent. Peut être téléphoné au vétérinaire ?

Voici un site avec les différents problèmes que peuvent rencontrer nos amis les chats : http://www.chatsdumonde.fr/index9.html. Le site est vraiment bien fait...

Tiens nous au courant Bib


bib02/07/2006 20:56
merci Zavvv, ce site est en effet super, mais il ne parlent pas ds mouches.
Oui il a aussi une insuffisance rénale. En mai dernier, le vété ne lui donnait plus que 2 mois maxi à vivre, et il est encore là ! Ce soir c'était trop tard pour téléphoner, je le ferai dès demain matin.

Ces mouches m'ont traumatisée (il y avait des miliers d'oeufs: une grosse boule)... j'espère ne pas faire de cauchemards...
virtualife02/07/2006 21:16
Sans vouloir te faire peur, j'avais vu un reportage (au zimbabwe je pense) ou un veterinaire devait intervenir sur une girafe.
Cette girafe avait de l'infection et le veterinaire etait "heureux" de voir que les mouches n'avait pas encore pondu dans sa blessure.
Autrement, disait-il, c'etait un gros probleme.

Tu n'as pas de vermifuge a lui donner ?
bib02/07/2006 21:41
Les vers dans les blessures peuvent parfois même les soigner et les guérir, je suppose que cela dépend de la sorte de mouche. Ici, le risque est que les vers qui éclosent aillent à l'intérieur...

Comme je l'ai vu tout de suite et bien soigné, je crois qu'il ne risque rien mais je n'oserai plus le laisser sortir.
Le vété lui fera les piqûres qu'il faut (vermifuge, anti-parasite...), parce qu'il refuse tout vermifuge par voie orale. Ou bien alors ce sera sa "dernière" piqûre (parce qu'il commence à être "trop loin": du mal à marcher, manger, ...), j'en déciderai avec le fiston et le vété demain.

C'est la vie...
cruze02/07/2006 21:45
Je suis triste pour toi Bib mais comme tu dit c'est la vie

Sinon je n'est pas de conseil a te donner mais téléphone le plus tot possible demain

Bon courage!
bib02/07/2006 21:52
QUOTE (cruze @ dimanche 02 juillet 2006, 22:45)
Je suis triste pour toi Bib mais comme tu dit c'est la vie

Sinon je n'est pas de conseil a te donner mais téléphone le plus tot possible demain

Bon courage!


Merci.

On est tout à fait prêt à lui dire au revoir, ce n'est pas ça le problème. Ce sont ces mouches... je me suis demandé si elles n'avaient pas senti, par exemple, qu'il était en train de mourir. C'est la première fois que je les vois pondre dans le pelage, pourtant ce chat passe des heures à dormir au soleil.

Ou alors était-ce peut-être était-ce parce qu'il était mouillé (il a dû se mouiller en allant boire dans le ruisseau) et cela les a attirées ?

C'était ça, ma question.
audranvandepontseele02/07/2006 21:55
c'est vraiment une tristesse!

j'avais aussi deux chats, mais elle sont mortes, et bien une,elle avait presque 20 ans, donc trop vieille et mal au patte et elle ne sais plus marcher très bien, donc beaucoup resté la même place et elle ne mangent plus...et par la suite, problème au rein...mais on n'a pas pu saver!
et l'autre a 16 ans, elle était malade et elle ne mange plus, même bois pas!...et on est allé chez le vété... pour aire une pîqure pour faire endormir, puis surtout à cause de ses reins!

Je ne comprends pas pourquoi que les chats attrapent très souvent des problèmes aux reins! qui pourra m'expliquer plus clair?
bib02/07/2006 21:59
QUOTE (audranvandepontseele @ dimanche 02 juillet 2006, 22:55)
Je ne comprends pas pourquoi que les chats attrapent très souvent des problèmes aux reins! qui pourra m'expliquer plus clair?


Le vété m'avait dit que c'est parce que les chats n'aiment pas boire, ou alors, comme le mien, seulement de l'eau courante (pas stagnante: donc il ne boira pas dans son bol, mais lèchera l'eau qui coule d'un robinet). Si c'est le cas, il faut mélanger un peu d'eau à leur nourriture pour qu'il en ait assez.
zian02/07/2006 22:03
LES MOUCHES
Diverses sortes de mouches pondent des oeufs sur des blessures ouvertes, de la chair morte, ou dans des poils souillés ou emmélés. Les vieux chats, les chats malades ou blessés sont les plus vulnérables. Les oeufs éclosent et libèrent des asticots qui vont mettre de deux à une dizaine de jours à atteindre leur taille adulte. La salive de ces asticots entame la peau et provoque une ulcération. Sans soin, le chat peut même mourir de choc à cause des toxines secrétées par ces asticots.

*
SYMPTOMES
Trous dans la peau, comme fait à l'emporte pièce. On voit les asticots, odeur désagréable
*
TRAITEMENT
Se rendre chez le vétérinaire. Il coupera les poils, retirera les asticots des plaies, nettoira les zones atteintes et prescrira un antibiotique local à appliquer sur les blessures, accompagné dans certains cas d'un antibiotique oral..

http://entraidechats.free.fr/sante/parasit...es_externes.htm
audranvandepontseele02/07/2006 22:03
QUOTE (bib @ dimanche 02 juillet 2006, 22:59)
QUOTE (audranvandepontseele @ dimanche 02 juillet 2006, 22:55)
Je ne comprends pas pourquoi que les chats attrapent très souvent des problèmes aux reins! qui pourra m'expliquer plus clair?


Le vété m'avait dit que c'est parce que les chats n'aiment pas boire, ou alors, comme le mien, seulement de l'eau courante (pas stagnante: donc il ne boira pas dans son bol, mais lèchera l'eau qui coule d'un robinet). Si c'est le cas, il faut mélanger un peu d'eau à leur nourriture pour qu'il en ait assez.


Merci beaucoup pour les explications, bib! et j'ai un chat actuel, mais je lui donne un petit bol avec du lait (spécial pour le bébé chat) mais il aime bien...comme ça il a le doit de boire!
Lillo106002/07/2006 22:11
QUOTE (bib @ dimanche 02 juillet 2006, 21:42)
Je téléphonerai au vété demain, mais en attendant, vous pourrez peut être m'aider.
Il est très vieux, malade (les reins), de plus en plus faible et ...
... bon on sait qu'on va devoir lui dire au revoir bientôt, mais tant qu'il ne souffre pas, on le laisse vivre.

Ce soir, je l'ai trouvé avec des mouches vertes qui ont pondu dans son pelage, à l'arrière. Pourtant il n'a aucune blessure.

Il a reçu on bon shampoing (il adore ça), une longue douche avec brossage (il ronronnait) puis du séchoir à cheveux puis un brossage d'une bonne heure pour éliminer le moindre oeuf. Il est maintenant dans une pièce à l'abri des mouches, et il y restera.

Je suppose que c'est mauvais signe ... Il ne mange pratiquement plus depuis hier et a du mal à avaler (peut-être des vers intestinaux ?).

Avez-vous des expériences semblables ?

Merci d'avance.


Malheureusement mon chat avait la même chose
On a du le piquer Il avait 13 ans lui et c'était un beau persan
Le problème des runs c'est souvent dus à la vieillesse, mais mon chat n'avait pas de mouches. J'espere que ça ira mieux
bib02/07/2006 22:20
Merci Zian ! C'était la réponse que j'attendais, et cela me rassure un peu !

En effet, il ne se lave presque plus (trop dur et déséquilibre) et ses poils sont emmêlés. Donc fatalement il est assez sale (l'eau était brune!) et ne sent plus très bon : j'ai passé plus d'une heure à le brosser, maintenant il est nickel !


Le vété l'examinera bien demain et je vais évidemment le surveiller de près, le brosser et le laver soouvent puisqu'il aime ça et ne le fait plus assez lui-même !
MLVH02/07/2006 23:33
J'espère que le véto n'aura que de bonnes nouvelles à t'annoncer, Bernadette
Déjà l'an dernier, à pareille époque, tu avais eu peur... mais les chats sont très solides

Un truc que j'ai mis en pratique depuis près de 2 ans maintenant : au lieu de mettre de l'eau du robinet dans leur bol à eau, je mets toujours de l'eau du robinet, mais filtrée avec la carafe Brita.... et bien je vous assure qu'ils boivent tous les 2 beaucoup plus, ce qui ne peut que leur faire du bien

Coucou Bibiche

Myriam03/07/2006 01:09
QUOTE (MLVH @ lundi 03 juillet 2006, 00:33)


Un truc que j'ai mis en pratique depuis près de 2 ans maintenant : au lieu de mettre de l'eau du robinet dans leur bol à eau, je mets toujours de l'eau du robinet, mais filtrée avec la carafe Brita.... et bien je vous assure qu'ils boivent tous les 2 beaucoup plus, ce qui ne peut que leur faire du bien




Presque idem chez moi, ma Tirelle ne boit quasiment pas si c'est de l'eau du robinet. Par contre, elle vide son bol si c'est de l'eau en bouteille ! Peut-être sont-ils sensibles à l'odeur de chlore !
maxous03/07/2006 05:56
bonjour Bernadette, j'espère que ton petit protégé a passé une bonne nuit.
C'est triste la fin des animaux, je pense encore à ma chienne bouba parti le 30 avril. Elle ne sera remplacée qu'au mois d'aout, c'était la compagnie la plus longue: 13ans1/2; je reprend une chienne en septembre. Bon courage
cruze03/07/2006 10:32
Mon chat ne boit pratiquement pas d'eau enfin rarement il boit tout le temp du lait et il va trés vien a 7ans mais le probleme c'est qu'il dort souvent la journée et la nuit hop il chasse!

Bib tu nous dirra les derniere nouvelles....
PABLO03/07/2006 11:03
J'espère que ton chat ne souffre pas trop
Je n'ai encore jamais eu ce problème de mouches avec mes chats.

Pour ce qui est du problème de la soif chez les chats… je pense que c'est faux qu'ils n'aiment pas boire.
Mes chats buvaient très peu, ils se contentaient souvent de lècher la nourriture (boite style Whiskas).
Nous en avons parlé a notre vété et celui-ci nous a dit que la nourriture "humide" en boite c'était vraiment de la m***e.
Nous avons suivit ses conseils nous donnons uniquement de la nouriture sèche (croquettes) de bonne qualité (Royal Canin pour chats).
Ca a été un peu pénible au début, ils n'en voulaient pas mais aujourd'hui ils ne veulent plus rien d'autre

Nous n'y voyons que des avantages : fini les mauvaises odeurs, fini les mouches qui pondent dans la nourriture, cela revient moins cher que les boites, nous achetons un gros sac tout les 2 mois donc moins de déchet aussi.

Et maintenant les chats boivent beaucoup même l'eau du robinet... ils préfèrent toujours l'eau de pluie, pour le moment ils vident les soucoupes de mes plantes en pot.
dada03/07/2006 11:09
QUOTE (PABLO @ lundi 03 juillet 2006, 12:03)
J'espère que ton chat ne souffre pas trop
Je n'ai encore jamais eu ce problème de mouches avec mes chats.

Pour ce qui est du problème de la soif chez les chats… je pense que c'est faux qu'ils n'aiment pas boire.
Mes chats buvaient très peu, ils se contentaient souvent de lècher la nourriture (boite style Whiskas).
Nous en avons parlé a notre vété et celui-ci nous a dit que la nourriture "humide" en boite c'était vraiment de la m***e.
Nous avons suivit ses conseils nous donnons uniquement de la nouriture sèche (croquettes) de bonne qualité (Royal Canin pour chats).
Cela a été un peu pénible au début, ils n'en voulaient pas mais aujourd'hui ils ne veulent rien d'autre

Nous n'y voyons que des avantages : fini les mauvaises odeurs, fini les mouches qui pondent dans la nouriture, cela revient moins cher que les boites, nous achetons un gros sac tout les 2 mois donc moins de déchet aussi.

Et maintenant les chats boivent beaucoup même l'eau du robinet... ils préfèrent toujours l'eau de pluie pour le moment ils vident les soucoupes de mes plantes en pot.


[ModeBIB]
Pas de pub s.v.p.
[/ModeBIB]



C'est vrai qu'au niveau de l'hygiéne, rien ne vaut la nourriture séche, surtout en été...


weatherman03/07/2006 12:18
J'ai eu exactement le même problème de mouches vertes qui ont pondu . c'était l'année dernière sur un petit chat qui avait été abandonné par sa maman. Je confirme que c'est un signe de mauvaise hygiène et de faiblesse du chat. malheureusement ce petit chat est mort quelques jours plus tard.
Bon courage quand même.
bib03/07/2006 13:14
QUOTE (weatherman @ lundi 03 juillet 2006, 13:18)
J'ai eu exactement le même problème de mouches vertes ...


Je crois aussi que ces animaux "sentent" la mort, c'est cette impression qui m'a... impressionnée, c'est assez répugnant, mais cela arrive aussi dans d'autres cas.

Je n'ai pas peur qu'il meure: c'est dans l'ordre des choses, mais qu'il ne souffre pas...
J'attends le vété.

Merci de vos conseils et compassion, mais je vous le dit tout de suitre: pas besoin de m'encourager ni de (trop) vous en faire pour nous, il n'y a pas de problème, nous osmmes prêts: il y a déjà un an qu'il est condamné à ne plus vivre que quelques semaines, donc s'il meurt, ce sera aussi un soulagement.
Bréhat03/07/2006 13:35
si ça doit se terminer j'espère que ce sera en douceur, de toute manière je suis certaine que ton chat aura eu une vie très heureuse auprès de vous, je pense que le mieux pour le moment est de pas le laisser dehors, ni exposé au soleil, mais le véto pourra mieux que nous te dire ce qu'il en est.

PS Je hais les mouches c'est un des seuls insectes que j'écrase
bib03/07/2006 16:00
Voilà, on revient de chez le vété et les nouvelles sont rassurantes. Il est faible, ne bouge plus assez et ne se lave plus assez, il n'y a pas d'autre raison pour que le mouches viennent. Il a reçu un max de fortifiants, anti parasites et autres: il est reparti pour un petit tour ! Mais il faudra le surveiller de près, couper les poils emmêlés, etc...


Ma grosse inquiétude était que les vers aillent à l'intérieur, mais il n'y a pas de risque: le pire serait qu'ils attaquent la peau, et cela se verra, donc se soignera, s'il en reste !


Peut-être ces infos pourront-elles être utiles pour d'autres...


Merci et bonne soirée !
fenec des banquises03/07/2006 16:07
QUOTE (weatherman @ lundi 03 juillet 2006, 13:18)
J'ai eu exactement le même problème de mouches vertes qui ont pondu . c'était l'année dernière sur un petit chat qui avait été abandonné par sa maman. Je confirme que c'est un signe de mauvaise hygiène et de faiblesse du chat. malheureusement ce petit chat est mort quelques jours plus tard.
Bon courage quand même.


Je me permets d'intervenir sur ce post malgré que je ne sois absolument pas vétérinaire.

Nous avons quelques moutons a la maison et quand il a commencé à faire vraiment chaud au mois de juin certains d'entre eux (les adultes qui n'avaient pas encore été tondus) ont comencé à avoir un comportement bizarre (isolement).

Nous avons été les examiner de près et avons constaté que beaucoup de mouches vertes se posaient sur leur pelage. La laine était humide et un peu purulente. Nous avons entrepris de la couper.

Je vous assure que le spectacle valait un bon film d'horreur: en dessous de la laine grouillaient des centaines d'asticot, dévorant vivant le mouton et creusant des trous profonds dans sa chair. Super apétissant!

Il s'agit d'une myase, c'est à dire l'infestation d'une larve d'insecte dans un animal vivant. Le problème existe aussi pour les humains dans les régions tropicales (ver macaque en arfique cfr google).

Nous nous sommes renseigné: les mouches pondent dans une fourrure épaisse et humide, les asticots attanque la chair même sans plaie du e l'animal vivant. Ces mouches viennent d'afrique et remontent suite au réchauffement de nos régions.

Il n'est pas facile de s'en débarasser. Notre méthode a été brutale mais très efficace: nous avons coupé toute la laine le plus ras possible et badigonné sur de petites surfaces les asticots d'alcool a bruler auquel nous avons mis le feu pendant de très brefs instants. Les asticots sont brûlés en quelques secondes, sortent du mouton (il y en avait des centaines,sur plusieurs couches bééé...) et les flammes achèvent de nettoyer les plaies. Nous avons après aspergé celles-ci d'isobétadine et aspergé la laine saine d'insecticide. Le liquide inflammable utilisé ne brûle qu'en surface, je peux vous assurer que les moutons n'ont pas bougé d'un poil. Il sont maintenant parfaitements guéris, mais nous craignons toujours une rechute.

D'autres méthodes conseillées par des amis fermiers et par un vétérinaire (pour grans animaux, je ne suis pas sûr qu'un chat apprécie un traitement de choc):
- eau de javel sur les asticots
- brosser avec une brosse dure et du savon les plaies puis désinfecter.
plus délicat mais plus long: retirer un à un les asticots avec une pince à épiler puis soigner les plaies.

Le problème est plus fréquent sur les moutons car ceux-ci ne savent pas se lècher et se débarasser des oeufs et des asticots (qui sont en plus munis de crochets).

A noter que les oeufs sèchent au soleil: une peau à pelage court ne risque pas grand chose.

Par contre les mouches peuvent pondre sur les humains et les asticots se développent parfois derrière l'oeil... C'est pas très gai ce que je raconte, mais c'est véridique et il vaut mieux le savoir.

La mouche présente en belgique est la mouche verte "lucilia caesar" http://www.naturepixel.com/mouche_verte_lucilia_caesar.htm

Voici des liens utiles:

http://www.loup-ours-berger.org/2005/08/mortalite_ovine.html (attention images choquantes visible en suivant un lien sur ce site)
http://www.revmed.ch/infos/print.php3?sid=1636
http://aramel.free.fr/INSECTES15-5.shtml
http://www.ossau.net/ossau/voirsujet_953.htm
titibel03/07/2006 16:12
QUOTE (PABLO @ lundi 03 juillet 2006, 12:03)
J'espère que ton chat ne souffre pas trop
Je n'ai encore jamais eu ce problème de mouches avec mes chats.

Pour ce qui est du problème de la soif chez les chats… je pense que c'est faux qu'ils n'aiment pas boire.
Mes chats buvaient très peu, ils se contentaient souvent de lècher la nourriture (boite style Whiskas).
Nous en avons parlé a notre vété et celui-ci nous a dit que la nourriture "humide" en boite c'était vraiment de la m***e.
Nous avons suivit ses conseils nous donnons uniquement de la nouriture sèche (croquettes) de bonne qualité (Royal Canin pour chats).
Ca a été un peu pénible au début, ils n'en voulaient pas mais aujourd'hui ils ne veulent plus rien d'autre

Nous n'y voyons que des avantages : fini les mauvaises odeurs, fini les mouches qui pondent dans la nourriture, cela revient moins cher que les boites, nous achetons un gros sac tout les 2 mois donc moins de déchet aussi.

Et maintenant les chats boivent beaucoup même l'eau du robinet... ils préfèrent toujours l'eau de pluie, pour le moment ils vident les soucoupes de mes plantes en pot.


Bizarre car ma vétérinaire ma déconseillé de donner exclusivement des croquettes,et ma plutot conseillé d'alterner avec des boites ou sachet de nourriture(genre wh***as) et de temps en temps un peu de croquettes.
D'ailleur les croquettes bon marchés,sont suspectées de provoquer des calculs rénaux chez nos amis les chats et ce meme chez les plus jeunes.
bib03/07/2006 16:16
Merci, voilà qui est fort intéressant. Pauvres moutons... Dans la nature, ces animaux n'auraient aucune chance...


Je vais donc couper les poils dans les endroits sensibles. Ils ne sont pas longs, mais tout fins et s'emmêlent.

En Afrique, nous avions eu plusieurs infestations de ces vers de Cahors, notamment mon aîné qui avait 2 ans. Le truc "local" était simple et efficace: mettre de la vaseline: les vers, étouffant, sortent tout seuls.

Bon, ce n'est pas très ragoûtant tout cela, mais c'est bon à savoir !

MLVH03/07/2006 16:17
QUOTE (bib @ lundi 03 juillet 2006, 17:00)
Voilà, on revient de chez le vété et les nouvelles sont rassurantes. Il est faible, ne bouge plus assez et ne se lave plus assez, il n'y a pas d'autre raison pour que le mouches viennent. Il a reçu un max de fortifiants, anti parasites et autres: il est reparti pour un petit tour ! Mais il faudra le surveiller de près, couper les poils emmêlés, etc...
(...)


Merci pour les nouvelles, Bernadette .. Bibiche est reparti pour un petit tour, comme tu dis, et sans souffrir, ce qui est le principal
Bréhat03/07/2006 16:24
QUOTE (titibel @ lundi 03 juillet 2006, 17:12)
Bizarre car ma vétérinaire ma déconseillé de donner exclusivement des croquettes,et ma plutot conseillé d'alterner avec des boites ou sachet de nourriture(genre wh***as) et de temps en temps un peu de croquettes.
D'ailleur les croquettes bon marchés,sont suspectées de provoquer des calculs rénaux chez nos amis les chats et ce meme chez les plus jeunes.


la mienne m'a dit juste la même chose !!!

Nous voilà rassuré pour le chat qui va ainsi pouvoir être soigné dans les règles. Je crois que pour les vieux animaux qui ne se lavent plus trop bien il existe des lingettes prévues pour faire leur toilette, on les utilise aussi pour les animaux blessés qui ne savent pas se laver eux-mêmes.
PABLO03/07/2006 16:26
Merci Fenec pour les explications

@ titibel : Je pense en effet que mon vété y va un peu fort en disant que la nourriture humide c'est de la m***e. mais je te promets que mes chats ne veulent plus autre chose que les fameuses croquettes et ils se portent très bien. .
PABLO03/07/2006 16:42
- LES CROQUETTES
Elles sont souvent fort appréciées par les chats.
Leur principal avantage est lié au fait qu'elles obligent le chat à mâcher.
Cette mastication a une action mécanique sur les dents et les gencives. A long terme, le dépôt du tartre sur les dents est moins important et la circulation sanguine au niveau des gencives est améliorée d'où une meilleure haleine qu'avec les boîtes.
De plus, les croquettes se conservent très bien, ce qui permet de laisser de la nourriture en permanence à disposition dans l'écuelle de votre chat. Il pourra ainsi manger à son rythme.
Par contre, les croquettes contiennent très peu d'eau et si votre chat ne boit pas suffisamment, il risque des problèmes urinaires (calculs).
Il faut absolument lui proposer de l'eau fraîche, propre et non souillé en permanence. Il faut aussi surveiller qu'il boive régulièrement.

- LES BOITES
Les boîtes, qui sont des aliments humides, contiennent environ 80% d'eau contre 10% pour les croquettes.
La plupart des chats qui mangent uniquement des conserves ne boivent pas ou peu.
Ils trouvent en effet la quantité d'eau qui leur est nécessaire dans cet aliment humide, mais il faut tout de même laisser de l'eau propre à leur disposition.
Mais la pâtée est souvent trop grasse, elle est plus difficile à digérer et s'abîme rapidement à l'air, elle "tourne", notamment en été si votre chat n'est pas ponctuel et mange par petites quantités. Il n'est pas rare de voir des mouches se poser sur la pâtée et y pondre pendant les grandes chaleurs.
De plus, le coût et les contraintes matérielles sont plus importantes avec les boîtes (pour un aliment de même qualité, un chat de 5 kgs consommera par exemple 250 g de pâtée par jour pour seulement 70 g de croquettes... à vous de faire le calcul pour plusieurs mois!).
De nombreux propriétaires choisissent de nourrir leur chat avec des boîtes car ils sont soumis aux caprices de leur compagnon, qui est capable de bouder sa gamelle plusieurs jours de suite s'il n'a pas ce qu'il veut. Ainsi, on voit des gens faire des kilomètres pour acheter des boîtes dans LE parfum et LA marque donnée, pour satisfaire leur animal!
Et les mêmes propriétaires se plaignent de la mauvaise haleine de leur chat, et des odeurs désagréables dans le réfrigérateur en raison des boîtes ouvertes.
Rappelez-vous que le chat, même s'il fait parfois le difficile, n'est toutefois pas le maître à la maison et saura apprécier l'aliment que vous lui donnez, à condition que celui-ci soit de qualité.

CONCLUSION
Nous vous recommandons fortement d'habituer votre chat à manger des croquettes.
En effet, l'alimentation en croquettes offre de nombreux avantages:
- Plus économique que l'alimentation en boîtes.
- Plus hygiénique, les croquettes ne tournent pas et sentent moins fort.
- Meilleures pour la santé bucco-dentaire de votre chat, celui-ci est obligé de mâcher ses croquettes et cette mastication permet un massage des dents et des gencives.

Source
bib03/07/2006 16:50
"C'est pas tout ca, les copains, mais ces émotions m'ont fatigué... Une bonne sieste, qu'en pensez-vous ? Pour la bouffe, je préfère les souris, et un peu de boîtes ou de coquettes: il faut varier les plaisirs ! Je soupçonne ma maîtresse de m'avoir rationné en boîte et de compléter avec les croquettes, pour éviter que je grossisse. Mais ce que je préfère, ce sont les croûtes de gouda et les restes de poisson."

Bilibibleu (alias Bibiche)



(c'est une photo ancienne: il dort, mais dans la salle de bains!)
titibel03/07/2006 17:32
@Pablo:merci pour les données suplémentaires.
Mais je pense qu'il faut absolument éviter les croquettes à bas prix car j'ai déja lu quelques post concernant des jeunes chats mourrant précocement de calculs rénaux à cause de certaines mauvaises croquettes.
@bib/magnifique ton chat j'espère qu'il pourra encore profiter de bon moments en ta compagnie(il me fait penser à mon ancien chat qui lui est mort jeune à cause d'un piège à renard).
Lillo106004/07/2006 01:50
Si mes parents voyent ça
Des chats de jardins, tout gentil, comment leur refusé l'entrée dans ma cuisine, à cette heure tardive en plus
Je m'occupe tellement bien de ces chats que en octobre derniers, j'ai appelé l'asbl chat libre et ils ont tous été chartré/oppéré pour évitez qu'ils se multiplient car il y'en à déjà beaucoup et en plus on les a soigné et ils sont en pleine forme Nottament le roux au milieux il avait le .....
Du sang derriere ses oreille, maintenant il a plus rien.
bib04/07/2006 07:19
Extraordinaire, ta photo, quelle ambiance ! Ces yeux ! Une paire jaune, une paire verte.


Bréhat04/07/2006 08:58
superbe photo on dirait Halloween !!!!
Myriam04/07/2006 09:24
QUOTE (Lillo1060 @ mardi 04 juillet 2006, 02:50)
Si mes parents voyent ça
Des chats de jardins, tout gentil, comment leur refusé l'entrée dans ma cuisine, à cette heure tardive en plus



un grand coeur, notre Lillo

QUOTE
Je m'occupe tellement bien de ces chats que en octobre derniers, j'ai appelé l'asbl chat libre et ils ont tous été chartré/oppéré pour évitez qu'ils se multiplient car il y'en à déjà beaucoup et en plus on les a soigné et ils sont en pleine forme Nottament le roux au milieux il avait le .....
Du sang derriere ses oreille, maintenant il a plus rien.




Formidable. Pas étonnant qu'ils y reviennent, tu es un vrai "papa" pour eux
cruze04/07/2006 10:04
mdr lillo!

mon voisin dans face a 11chats actuellement c'est un vrai fada! Mais avec mon chat ya de la baston
bib04/07/2006 10:44
Bon, je relance le sujet. Mon chat ne peut plus sortir et il est tout malheureux, il pleure derrière les portes, en effet, malgré qu'il soit bien propre, les mouches vertes se précipitent dessus. Une idée est de mettre une odeur qui les repousse. On me parle de l'alun, de l'eau de Javel... peut-être une huile essentielle ? Le problème c'est qu'il faut une odeur qui ne le dérange pas trop, lui, et qui soit assez tenace pour résister à ses tentatives de nettoyage.

Quelqu'un a une idée ?
Bréhat04/07/2006 10:55
du Frontline en spray c'est ce qu'on met pour les puces mais je ne sais pas si pour les mouches c'est efficace ???? elles sont tenaces ces maudites saloperies il y a aussil'essence de citronnelle, de lavande ou de basilic. Dans les magasins spécialisés pour l'équitation on vend des produits pour les taons, ça devrait marcher aussi je crois.
cruze04/07/2006 10:57
Bib si il souffre moi je ne le laisserais pas souffrir Mais je ne suis pas a ta place pour voir si il souffre mais bon...
bib04/07/2006 11:02
Le frontline marche bien pour les puces et les tiques, et il a reçu une piqûre qui éloigne tous les parasites internes et externes pendant 6 mois, mais ce n'est pas suffisant.

Bonne idée, je file chez la pharmacienne, elle est spécialisée en aromathérapie.

Ces mouches sont aussi attirés par la nourriture du chat qui traine trop dehors. Je vais en mettre un peu dans différentes assiettes avec différentes odeurs, on va voir le résultat. Quand j'en verrai, je vais aussi les asperger d'insecticide. Ce sont des mouches qui ne volent quasiment pas.
fenec des banquises04/07/2006 11:10
QUOTE (bib @ mardi 04 juillet 2006, 12:02)
Le frontline marche bien pour les puces et les tiques, et il a reçu une piqûre qui éloigne tous les parasites internes et externes pendant 6 mois, mais ce n'est pas suffisant.

Bonne idée, je file chez la pharmacienne, elle est spécialisée en aromathérapie.

Ces mouches sont aussi attirés par la nourriture du chat qui traine trop dehors. Je vais en mettre un peu dans différentes assiettes avec différentes odeurs, on va voir le résultat. Quand j'en verrai, je vais aussi les asperger d'insecticide. Ce sont des mouches qui ne volent quasiment pas.


Radical: du titoxx (insecticide): il est prévu pour tuer les puces sur les animaux domestiques. j'en ai mis sur la laine de mes moutouns et les mouches ne les approchent plus depuis. Le problème c'est que ton chat, au contraire des moutons, sait se lècher et avaler le produit...
Moins radical mais pas sur de l'efficacité: de l'isobétadine. Ca cache l'odeur de ton chat et il me semble que ca éloigne les mouches (vu sur mes moutons à nouveau)
a essayer: de la camomille. Tu peux frotter le dos de ton chat avec cette plante, je crois que ca éloigne bien les insectes (et c'est inoffensif pour le chat)

sinon le mieux c'est de lui raser les poils le plus possible et de surveiller les orifices de l'animal (les oeufs sèchent au soleil. Déposés sur une muqueuse ils restent vivants et le chat peut être de nouveau infesté)

A noter que ce ne sont généralement pas les mouches qui tuent l'animal hôte, mais plutôt les infections que ces sales bêtes transportent...

Bonne chance
PABLO04/07/2006 12:15
QUOTE (fenec des banquises @ mardi 04 juillet 2006, 12:10)
sinon le mieux c'est de lui raser les poils le plus possible et de surveiller les orifices de l'animal (les oeufs sèchent au soleil. Déposés sur une muqueuse ils restent vivants et le chat peut être de nouveau infesté)


Il me semble aussi que c'est une bonne idée.
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"Le groupe industriel Arora" a fusionné en 1980 et s’est lancé sur le marché des produits Vétérinaire à base de Plantes Médicinales en 1991, du fait de sa localisation proche de L'Himalaya, de la grande disponibilité des herbes botaniques ainsi que de l’importance culturelle et traditionnelle de la Médecine Ayurvédique dans la région de l’Uttar Pradesh.

L’entreprise est présente sur les marchés d’Asie du Sud-Est, du Moyen-Orient, de l'Afrique, de l'Europe et de l'Amérique.



Profile
L’entreprise se classe No 1 des producteurs de Produits Vétérinaires à base de Plantes Naturelles Médicinales en termes de Développement de Produit, de Qualité, de Stabilité, d’Évaluation, et enfin en termes de Support Technique & de Vente/Marketing.

De plus, notre société est certifiée G.M.P. (Good Manufacturing Practice) et ISO 9001 : 2000.



Produits
Dans un souci de qualité et de pureté, nous fabriquons une gamme complète de compléments alimentaires animaliers à base de plantes médicinales, ainsi qu’une gamme complète de médicaments pour la santé animale qui incluent :
•Produits Vétérinaires à base de Plantes Médicinales :
•Probiotiques, Enzymes & Prébiotiques :
•Vitamines & Oligo-éléments :
•Antibiotiques, Anthelminthiques & Médicaments en gros :
•Animaux de compagnie :
Produits Vétérinaires à base de Plantes Médicinales :
Additifs naturels pour alimentation animale, nutraceutiques naturels, herbaceutiques, médicaments ayurvédiques, compléments alimentaires, ingrédients alimentaires, compléments diététiques, promoteurs de croissance, promoteurs de l’immunité naturelle et spécifique, phytothérapies pour maladies développant des résistances, répulsif anti-mouches.

Poudre/Liquide LIV-100: Tonifiant du foie à base de plantes médicinales, détoxifie l’organisme des aflatoxines et des mycotoxines, améliore le G.M.Q. (Gain Moyen Quotidien), le taux de croissance, la prise de poids, la production laitière ou d’oeufs, réduit la mortalité. Protège des maladies telles que la jaunisse, l'hépatite, l’hépatite graisseuse, l’hépatomégalie du foie, la cholécystite & la cholangite, la cirrhose du foie et la fibrose.

Poudre/Liquide Immugrow : immunomodulateur à base d'herbes, adaptogène, promoteur de croissance, fortifiant, régénère l’organisme. Tonic immunitaire contre les bactéries, les champignons et les infections virales, augmente le taux d'IgG, la phagocytose et l'activation des lymphocytes-T non-spécifique.

Poudre Arostress : tonic anti-stress, adaptogène pour le stress et la régulation du métabolisme.

Liquide Enzyme_DS / Poudre Rumizyme : enzymes digestives issues de plantes médicinales, stimule l’appétit, la résistance aux anorexies et favorise la croissance de l’animal.

Poudre/Liquide/Aérosol/ Spray Liquide Cuffsol : stimulant respiratoire, mucolytique, broncho-dilatateur, expectorant, anti-inflammatoire, décongestant, pour la prévention des maladies respiratoires chroniques et les bronchites.

Poudre/Liquide Desenta : Anti-diarrhéique, prévention de la dysenterie, de la diarrhée, des Coccidioses & Salmonelloses. Déclenche l'immunité contre la diarrhée du veau et du porc sevrant.

Poudre/Capsule Hetasole : inducteur de chaleur, stimule les hormones femelles et déclencheur de la période d’oestrus.

Poudre/Liquide Choline-H : source 100 % naturelle de Biotine (Vitamine H) et de Choline issue des plantes médicinales.

Poudre/Liquide Bio-C-Complex : source 100 % naturelle de Vitamine C et de Bioflavanoides issue des plantes médicinales.

Poudre Immubiotic : antimicrobien à base de plantes médicinales, promeut l’immunité, contre toutes attaques de bactéries, virus et champignons, uniquement contre les microorganismes pathogènes et leur multiplication.

Poudre Antiviro : antiviral à base de plantes médicinales et promoteur d’immunnité, combat la chaine virale et stop la multiplication des virus.

Poudre/Liquide Nephtonic : détoxifiant des reins & maintient optimal des fonctions des reins.

Poudre Ammonia Free Premix : enlève l'ammoniac de l'eau, pour systèmes aquacoles et piscicoles (poissons, crevettes et autres animauxaquatiques).

Poudre Summer Shield/Winter Shield : tonifiant naturel pour adapter la température du corps de l’animal selon les saisons. Combat le stress et la pression due aux saisons.

Poudre Arthrosol : tonifiant des jointures des articulation, pour la prévention de la casse du pied de l’animal, de l’arthrite, de la goutte, du rhumatisme et de la dégénération osseuse des articulations.

Poudre Milkmore/Milkfit : augmente la production de lait, à base d'extraits de plantes médicinales.

Poudre/Capsule Skinosole : épurateur du sang, tonifiant pour blessures et infections cutanées.

Poudre/Liquide Utroplanta : agent tonifiant et purifiant utérin, aide à la rétention du placenta et empêche les infections utérines.

Poudre / Liquide Toxstop : fixe les toxine pour mieux les évacuer, élimine les mycotoxines, les aflatoxines et augmente la productivité de l’animal.

Poudre Herbalean : favorise la prise de poids de l’animal (G.M.Q. : gain moyen quotidien) sans augmenter la teneur en matières grasses, améliore la qualité de viande.

Poudre Timpanimal : contre les gaz intestinaux, anti-gonflements/ballonnements, anti-zymotique, anti-acide, spasmolytique et carminatif.

Liquide Pestomar : répulsif naturel anti-mouches, ectoparaciticidal, pour la prévention des mites et des tiques.

Vaporisateur Skincure : aérosol à base de plantes médicinales, pour blessures, coupures, larves et problèmes cutanés bactériens et/ou fongiques.

Skinoment : onguent à base de plantes médicinales pour blessures, coupures, larves et problèmes cutanés bactériens et/ou fongiques.

Aronica : shampooing à base d'extraits de plantes médicinales, contre les tiques ; shampooing préventif, et gel pour chiot ; shampooing à base de gel d'Aloe Vera.


Probiotiques, Enzymes & Prébiotiques
Lactobacillus sporogenes, Levures séchées Actives et Inactives (YMOS), Extraits de Levures, Cellulase, Protéase, Amylase, Xylanase, Phytase, Prébiotiques riches en inuline et Oligosaccharides ainsi que leurs associations combinées.

Probiozyme : combinaison d'enzymes digestives, plantes médicinales ayant un rôle Probiotique et Prébiotique pour Volaille et Porcin.

Poudre Probiocare : combinaison de Probiotiques et de Prébiotiques naturels pour Bétail et Volaille.

Poudre Prebiosol : combinaison d'herbes Prébiotiques; favorise la microflore symbiotique et celle du colon, l'absorption minérale et l'équilibre digestif, empêche le développement des bactéries pathogènes, stimule les antigènes spécifiques et non-spécifiques de la réaction immunitaire. Antimicrobien, hypolipidémique, modulateur du taux de glucose sanguin.


Vitamines & Oligo-éléments :
Liquide CAL-D-FER : calcium, vitamine D3, tonifiant contenant du fer pour le foie.

Liquide Aroliv-DS : tonifiant à base de plantes médicinales pour le foie et contenant du calcium, du fer et les vitamines D3, B1, B2 et B12.

Liquide Lactosol PLUS : contient du calcium, du phosphore, des vitamines A, B12, D3, et E ainsi que des extraits de plantes médicinales galactogènes.

Liquide Lactomix-ad3 : contient du calcium, du phosphore, des vitamines A, D3 et B12, augmente la production laitière.

Liquide AC-PLEX : complexe-B, vitamine C, tonifiant avec L-lysine, chlorure de choline et D-méthionine.

Liquide Aroplex : complexe-B tonifiant avec L-lysine, chlorure de choline et D-méthionine.

Arogen Bolus : comprimés contenant de la vitamine E et des éléments minéraux (Se, Cu, Fe, Zn et Co).

Liquide Arocal : liquide contenant du calcium et les vitamines B12 et D3.

Liquide L-VIT : combinaison de vitamines contenant les vitamines A, D3, B12 et E ainsi que de l’acide folique.

Poudre Nutrimin Fort Superbe : mélange minéral avec Vitamines A, D3, E, calcium, phosphore, acide folique et Cu, Fe, Zn, Se, Co, Mg, Mn & K.

Poudre Aromin-E : mélange minéral équilibré pour bétail avec calcium, phosphore, vitamines et Cu, Fe, Zn, Se, Co & Mn.

Poudre Aromin-P : mélange minéral équilibré pour volaille avec calcium, phosphore, vitamines et Cu, Fe, Zn, Se, Co & Mn.

Poudre Sel e : vitamine E et sélénium pour volaille.

Liquide Pet Grow : complément à base de phosphore, calcium et vitamines A, D3 et B12 pour animaux de compagnie.

Liquide VITFE : multi-vitamines tonifiantes contenant du fer pour la totale vitalité des animaux de compagnie.


Antibiotiques, Anthelminthiques & Médicaments en gros :
A usage injectable :
Multivitamines+ extrait de foie, Anti-gale, Phénylbutazone + Analgine, Diclofenac + Paracétamol, Ampicilline + Cloxacilline, Chloramphénicol, Sulfate d’Atropine, Gentamicine, Dexamethasone, Ampicilline, Chlorpheniramine Maleate, Oxytetracycline, Diclofenac de Sodium, Amoxycilline + Cloxacilline, Enrofloxacine, Sulphate d’Amikacine, Pheniramine Maleate.

A usage oral :
Albendazole, Fenbendazole, Oxyclozanide,


Animaux de compagnie :
Liquide Pet Grow : complément à base de phosphore, de calcium et de vitamines A, D3 et B12 pour animaux de compagnie.

Liquide Vitfe : multi-vitamines tonifiantes contenant du fer pour la totale vitalité des animaux de compagnie.

Comprimés Stress Lyte : tonic anti-stress, adaptogène pour le stress et la régulation du métabolisme. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Immugrow : immunomodulateur à base de plantes médicinales, adaptogène, promoteur de croissance, fortifiant et régénère l’organisme. Tonic immunitaire contre les bactéries, les champignons et les infections virales, augmente le taux d'IgG, la phagocytose et l'activation des lymphocytes-T non spécifiques. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Vitaimmune : une combinaison unique de vitamines issues des plantes médicinales soutenant le système immunitaire, pour chiens et chats. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Pet-Liv : augmente l’appétit, tonic du foie, augmente le G.M.Q. (Gain Moyen Quotidien) et la croissance à base de plantes médicinales. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Consticure : un complément alimentaire spécialement formulé à base de fibres diététiques nécessaires et étant renforcé avec les herbes médicinales essentielles nettoyant l’intestin et favorisant le transit intestinal. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Furball Out : un remède naturel à base de plantes médicinales pour éliminer et résoudre les problèmes de boules de poils avalés dans les intestins, pour les animaux domestiques. (Comprimés de 500mg chacun).

Gel Cuffsol : stimulant respiratoire, mucolytique, broncho-dilatateur, expectorant, anti-inflammatoire, décongestant, pour la prévention des maladies respiratoires chroniques et les bronchites.

Comprimés Desenta : Anti-diarrhéique, prévention de la dysenterie, de la diarrhée, des Coccidioses & Salmonelloses. Déclenche l'immunité contre la diarrhée des animaux juvéniles. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Haemofed : « la formule tonifiante complète » pour améliorer la production sanguine par une voie naturelle. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Fertigrow : produit induisant et soutenant naturellement la fertilité des animaux domestiques males et femelles. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Calcigrow : une source concentrée naturelle de calcium combinée avec des herbes médicinales pour une bonne croissance, une bonne structure du corps, des masses musculaires & osseuses. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Dermiglow : un purifiant du sang naturel à base de plantes médicinales pour l’élimination des toxines de l’organisme ainsi que la peau et le pelage en bonne santé. (Comprimés de 500mg chacun).

Comprimés Wormkill : un produit contre les parasites intestinaux, anthelminthique, expulse naturellement les vers intestinaux présent dans l’organisme. (Comprimés de 500mg chacun).

Shampoing Tickless : un shampooing naturel à base de plantes médicinales contre les problèmes de peau liés aux tiques et contre les pellicules.

Spray Reppeller : insecticide naturel à base de plantes médicinales, répulsif anti-mouches, sans effets de température pour l’animal.

Gel / Shampoing Aloe : shampooing à base de plantes médicinales enrichi en Aloe vera pour animaux domestiques.

Vaporisateur Skincure : aérosol à base de plantes médicinales, pour blessures, coupures, larves et problèmes cutanés bactériens et/ou fongiques.

Skinoment : Onguent à base de plantes médicinales pour blessures, coupures, larves et problèmes cutanés bactériens et/ou fongiques.

Shampoing Aronica : shampooing à base d'extraits de plantes médicinales, contre les tiques ; shampooing préventif, et gel pour chiot ; shampooing à base de gel d'Aloe Vera.

Joint Care (Kit) : une nouvelle formulation à base de plantes médicinales pour la santé des articulations osseuses.

Joint Care (Huile de massage) : un remède à base de plantes médicinales contre l’arthrite et les douleurs aux articulations.

ESPECES CONCERNEES :
Vache, Taureau, Boeuf, Veau, Buffle, Cheval, Jument, Poulain, Chèvre, Mouton, Porc, Porcelet, Chameau, Eléphant, Poule, Poulets, Poussins, Dinde, Canard, Poisson, Crevette, Chien, Chiot, Chat, Lapin.



Iinfrastructure
Notre force infrastructurale comprend des laboratoires bien équipés avec un appareillage moderne et bien sûr une association qualifiée et expérimentée de chimistes et autres experts.

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Notre équipe se compose de Pharmaciens, de Nutritionnistes animalier, de Vétérinaires, de Scientifiques en Biotechnologie, Microbiologistes et Phytochimistes.



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Notre équipe se compose de Pharmaciens, Chimistes, Techniciens & Microbiologistes.



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De part l’amélioration continuelle de la qualité de nos produits et de nos services, nous nous efforçons d’apporter à nos clients le plus haut niveau de satisfaction.

Nous nous tenons à votre disposition pour plus d’informations sur nos produits, notre assistance technique, à propos de notre compagnie ou pour toutes questions et/ou propositions commerciales.

Mr Anuj Arora
Directeur Département Santé Animale

AROSOL CHEMICALS PVT. LTD.
B-4, Industrial Estate, Delhi Road
Saharanpur-247001 U.P. INDE
arosolveterinary@gmail.com, anujarosol@yahoo.com
Téléphone portable : +91 9412233791 / 9319833791
Téléphone Entreprise : +91 132 2765447/8
Fax : +91 132 2764065

http://www.cliniqueveterinairemazetier.fr/article-veterinaire-69-26-les-principaux-vers-digestifs-du-cheval

Les principaux vers digestifs du cheval

Le parasitisme digestif du cheval est un phénomène très fréquent, pouvant entraîner un certain nombre de troubles plus ou moins graves, allant des désordres digestifs aux retards de croissance en passant par un amaigrissement, une atteinte respiratoire ou encore une baisse des performances sportives. Ces parasites internes sont en général des vers (helminthes), ronds (appelés aussi nématodes) ou plats (appelés aussi cestodes), dont le mode de contamination est assez variable. Il s’agit parfois également de larves d’insectes qui se développent dans l’estomac du cheval.

Quels sont les vers du cheval ?

Les vers ronds

Les ascaris sont des vers ronds et blanchâtres dont la longueur peut atteindre jusqu’à 20 cm. Ils infestent essentiellement les jeunes individus : ce sont les poulains de plus de 2 mois jusqu’au sevrage qui sont les plus touchés. La contamination se fait par la jument durant la gestation ou pendant les premiers jours de la lactation, mais surtout par ingestion d’œufs présents dans l’environnement où ils sont particulièrement résistants. Les larves migrent dans les poumons et occasionnent des troubles respiratoires comme de la toux, une gêne respiratoire, parfois un écoulement nasal épais (appelé jetage muccopurulent). Ce sont les ascaris adultes qui colonisent le tube digestif. Comme tous les parasites, ils vivent aux dépens du cheval qui les héberge. En l’occurrence, ils détournent l’alimentation de l’animal à leur profit. Ce phénomène de spoliation entraîne un retard de croissance et un amaigrissement significatif quand les vers sont nombreux. On observe aussi des troubles digestifs comme une baisse d’appétit, voire de l’anorexie. Les parasites peuvent également former des pelotes dans l’intestin, entraînant un syndrome occlusif, et parfois des perforations intestinales dans les cas les plus graves.

Les strongles représentent la principale cause de colique chez le cheval. Leur incidence est donc particulièrement importante. Il en existe une cinquantaine d’espèces différentes parmi lesquelles on distingue les grands strongles et les petits strongles, appelés également trichonèmes. Ces parasites sont responsables d’une anémie, d’un amaigrissement et de diarrhées. La migration des larves des grands strongles est redoutable : elle est responsable de l’apparition de sérieuses lésions au niveau des artères, du pancréas et du foie.

Les strongyloïdes sont tout d’abord à l’origine de troubles respiratoires par migration dans le tissu pulmonaire. Ce n’est que secondairement qu’ils provoquent une forte diarrhée et de la fièvre. L’infestation du poulain se fait par ingestion de lait maternel contaminé, mais aussi par pénétration des larves à travers la peau.

Les oxyures sont nettement moins dangereux. Les parasites adultes se localisent dans le colon et le rectum tandis que les œufs se localisent plutôt aux marges de l’anus, provoquant ainsi irritations et démangeaisons.

Les vers plats.
Les cestodes du cheval sont représentés par 3 espèces principales de ténias. Ce sont des parasites qui concernent aussi bien les poulains sevrés que les adultes. La contamination se fait par ingestion de petits acariens, présents dans de la terre qu’avale les chevaux en broutant de l’herbe rase, et qui hébergent les oeufs de ténias. Après l’ingestion, le ténia se développe dans l’intestin sous forme d’un long vers segmenté de centaines d’anneaux. Ces derniers se remplissent progressivement d’œufs. On parle alors de segments ovigères, qui se détachent du reste du vers pour s’évacuer dans les matières fécales. L’animal parasité ne présente parfois aucun symptôme. Cependant, il peut être victime d’une spoliation alimentaire se traduisant par un retard de croissance, un amaigrissement et une baisse de ses performances sportives.

Les autres parasites digestifs.

Il ne s’agit pas d’helminthes, mais de larves d’insectes. On les appelle gastérophiles ou oestres : Les mouches pondent leurs oeufs sur le pelage du cheval, puis ces œufs évoluent vers un stade larvaire que le cheval ingère en se léchant. Les larves se localisent pour l’essentiel dans l’estomac, occasionnant parfois des troubles digestifs, des coliques, une baisse de l’appétit et des performances.

Comment se débarrasser des parasites internes ?

Le traitement des infestations aux helminthes passe obligatoirement par l’utilisation d’un vermifuge adapté. Certains vermifuges sont plus efficaces contre les cestodes, d’autres sont plus ciblés contre les nématodes. Certains ont un spectre d’action très large. L’idéal est de déterminer précisément l’agent infectieux incriminé, soit par visualisation directe, soit à la faveur d’une analyse de selles. Seul le vétérinaire est en mesure de prescrire un vermifuge ciblé en fonction du diagnostic qu’il aura posé.

Quelles mesures préventives ?



Il est important de bien connaître le cycle des parasites et les différents modes de contamination afin de mieux saisir les principes de la prévention.



Les mesures préventives sont d’ordre hygiénique et médical.



Les mesures hygiéniques


Il est important de bien nettoyer régulièrement les sols et les locaux d’élevage, les écuries et les boxes. Pansez quotidiennement les chevaux, de façon à éliminer du pelage tous les œufs et les larves de mouches gastérophiles.



Les vermifuges


Le calendrier des traitements préventifs est à adapter en fonction des produits utilisés et de l’épidémiologie locale. En règle générale, il est recommandé de vermifuger les poulains dès l’âge de 2 mois, et ce à raison d’un traitement toutes les 4 semaines. À partir de l’âge de 8 mois, on passera à un traitement toutes les 6 à 8 semaines puis au moins 2 fois par an à l’âge adulte. Les juments suitées seront vermifugées toutes les 2 à 4 semaines jusqu’à la fin de l’automne. Dans tous les cas, il est préconisé de vermifuger tous les chevaux 3 à 4 jours avant la mise au pâturage.


















Le vaccin leishmaniose est enfin disponible pour votre chien !!





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et chirurgie courante.





Halte aux envahisseurs !




Les puces et les tiques sont là,

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externe est fortement conseillé

et à renouveler tous les mois.




N'oubliez pas de

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dans l'environnement...



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Le Journal of Feline Medicine and Surgery publie une étude britannique sur les facteurs de risque de l’obésité féline.







L’ad libitum c’est-à-dire l'alimentation en libre service n’ apparaît pas comme un facteur de risque alors que nourrir son chat deux fois par jour multiplie le risque par 4,41 et le nourrir trois fois le multiplie par 3,1.




Prêts pour une visite guidée de votre clinique vétérinaire ?







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Fan de tortues, lapin, furet, chinchilla, perruches ou reptiles vous allez être servis !




Courrez vers la rubrique NAC du pôle conseil.

Vous y trouverez des fiches d'informations sur vos compagnons favoris, leur entretien, et toutes les infos pour les garder en bonne santé.




Et n'oubliez pas qu'en cas de doute, nos vétérinaires formés à la médecine des NACs sont à votre service.



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Vous pourrez y noter ses dates de vaccination et les informations importantes relatives à sa santé.




N'oubliez pas d'y ajouter une photo de votre compagnon, elle s'affichera dans le diaporama des animaux !






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Tumeurs osseuses / Cancer chez les chats

Le botulisme chez les chatsBotflies (Maggots) chez les chats
Cuterebrosis chez les chats

Botflies, mouches qui sont de la Cuterebra genre, On trouve dans les Amériques, où ils sont des parasites obligatoires des rongeurs et des lapins. Les hypodermes prolifère en pondant des oeufs sur les brins d'herbe ou dans les nids, où ils éclosent, asticots qui rampent libérer sur la peau des animaux de passage. Les petits asticots, puis entrez un orifice du corps, migrent à travers différents tissus internes, et, finalement, font leur chemin à la peau, où ils s'établissent sur la peau, la création d'un gazouillis (une petite bosse dans la peau). Les asticots matures, qui peut être un pouce de long, ensuite abandonner l'hôte rongeur ou lapin et se nymphose dans le sol.

Les chats infectés par une larve hypodermes quand ils entrent en contact avec un brin d'herbe qui a une mouche sur elle. Le mouvement du chat contre le brin d'herbe stimule la mouche à ramper sur le chat. La mouche de la rampe, puis autour sur le chat jusqu'à ce qu'il trouve un orifice dans lequel entrer.

Dans le nord de U.S. la maladie est saisonnière, avec la plupart des cas survenus en fin d'été et début d'automne quand les mouches adultes sont actifs. La saisonnalité est moins déterminé dans les zones à des températures plus chaudes, où les mouches sont actives dans des périodes plus longues de l'année.

Symptômes et Types

L'infection Cuterebra peut être détectable par gazouille en dessous de la surface de la peau, ou votre chat peut montrer des signes associés à la migration des larves dans leurs tissus. Les symptômes peuvent inclure des signes respiratoires, des signes neurologiques, ophtalmique (oeil) lésions, ou les asticots susmentionnées sous la peau.

Les symptômes respiratoires:

Toux
Fièvre
Essoufflement

Les symptômes neurologiques:

Étourdissements
Circling
La paralysie
La cécité
Couché

Symptômes ophtalmiques:

Lésions (causés par les larves dans le globe oculaire)

Les symptômes cutanés:

Forfaitaire dans la peau contenant la mouche, aussi appelé un gazouillis; il y aura une ouverture soulevées dans le capital de telle sorte que la mouche peut respirer

Causes

L'endroit le plus probable pour votre animal de compagnie pour acquérir ce parasite est dans un environnement où l'hypodermes s'épanouit: zones herbeuses où il ya des populations suffisantes de rongeurs et les lapins. Mais, même les animaux domestiques, sans accès à l'extérieur, tels que les chatons nouveau-nés, peuvent être infectées par les larves ramenées à domicile sur la fourrure de la mère.

Diagnostic

Votre vétérinaire vouloir considérer les conditions suivantes avant le diagnostic positif d'une infection Cuterebra est faite. Les symptômes respiratoires seront évaluées pour les allergies, et pour d'autres parasites possibles, comme les vers nématodes pulmonaires ou d'autres migrateurs qui utilisent des voies respiratoires comme un passage. Les conditions qui pourraient produire des symptômes neurologiques similaires, mais ils sont de plus graves conséquences, devra être exclue avant le traitement est donné pour une infection Cuterebra. Ces conditions incluent la rage, badigeon, les vers du cœur et. Si votre chat présente des lésions à l'œil, il peut y avoir une plus grave infestation parasitaire des larves, celui qui peut conduire à la cécité permanente, qui doit également être écartée.

L'indication la plus claire d'une infection est Cuterebra, bien sûr, un gazouillis sous la peau, dans ce cas, votre vétérinaire sera en mesure de déterminer rapidement si c'est le hypodermes.

Traitement

Si la mouche est à la fin de son étape migratoire et s'est installé dans un endroit sur le corps, tels que sous la peau, yeux, ou le nez, Votre vétérinaire sera en mesure de le supprimer en toute sécurité. Manifestations de la migration des poumons peuvent être atténués par des corticostéroïdes. Si le parasite a conduit à des dommages neurologiques irréversibles le pronostic sera mauvaise et l'euthanasie peut être la seule option.

Votre vétérinaire vous prescrira probablement un large spectre de médicaments anti-parasitaire, qui devrait tuer les asticots encore au stade de la migration. Une corticothérapie sera donnée avant d'administrer le médicament. Le médicament anti-parasite peut être administré soit pour atténuer les signes provoqués par des asticots soupçonnés de migrer dans les poumons, ou de tuer les larves dans les autres tissus, y compris le système nerveux central.

Prévention

Il ne semble pas y avoir de l'immunité prolongée à l'infestation; un animal peut développer des lésions cutanées dues aux hypodermes infestation pendant plusieurs années dans une rangée. Application de dirofilariose préventives mensuelles, produits anti-puces contrôle du développement, ou de puces et les traitements topiques tique peut soit empêcher les asticots de développer chez le chien ou un chat, ou peut tuer les asticots avant qu'ils n'aient le temps d'accéder à un orifice d'entrée.

Les maladies de chat

Cerveau parasites (Cuterebra) chez les chatsLes ankylostomes chez les chats
La dirofilariose chez le chat
Les infections parasitaires des voies respiratoires chez le chat
Ascaris chez les chats
Ténias chez les chats
Dermatites acariens peau chez les chats
La paralysie de la tique chez le chat
Virus de la verrue chez les chats
L'inflammation du cerveau due à une infection parasitaire chez les chats
Vers pulmonaires chez les chats
L'infection fongique (Blastomycose) chez les chats
Infection staphylococcique chez les chats
Cloques (Dermatos vesiculopustular) chez les chats
La maladie chez les chats Raccoon
L'infection à poxvirus chez les chats
Cancer de la peau (Adénocarcinome) chez les chats

http://oatao.univ-toulouse.fr/1233/1/debouch_1233.pdf

ANNEE 2005 THESE : 2005 – TOU 3 – 4075
CONTRIBUTION BIBLIOGRAPHIQUE
À L’ÉTUDE DES PRODUITS
D’EXCRÉTION/SÉCRÉTION
DES LARVES D’OESTRE ET APPARENTÉS
_________________
THESE
pour obtenir le grade de
DOCTEUR VETERINAIRE
DIPLOME D’ETAT
présentée et soutenue publiquement en 2005
devant l’Université Paul-Sabatier de Toulouse
par
Jérôme, Pascal FOSTINELLI
Né, le 18 avril 1979 à LIBOURNE (Gironde)
___________
Directeur de thèse : Mme le Docteur Lydie BRET-BENNIS
___________
JURY
PRESIDENT :
M. Alexis VALENTIN
ASSESSEUR :
Mme Lydie BRET-BENNIS
M. Philippe JACQUIET
Professeur à l’Université Paul-Sabatier de TOULOUSE
Maître de Conférences à l’Ecole Nationale Vétérinaire de TOULOUSE
Maître de Conférences à l’Ecole Nationale Vétérinaire de TOULOUSE
Toulouse, 2005
NOM : FOSTINELLI PRENOM : Jérôme Pascal
TITRE : CONTRIBUTION A L’ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE DES PRODUITS
D’EXCRETION / SECRETION DES LARVES D’OESTRE ET APPARENTES
RESUME :
Les insectes Diptères Oestrus ovis, Hypoderma lineatum et Lucilia cuprina sont
responsables de myiases chez les ruminants engendrant d’importantes pertes
économiques. De nouvelles stratégies de lutte sont à l’étude, notamment celles
basées sur le développement de vaccins à base d’antigènes extraits des produits
d’excrétion/sécrétion des larves. Ces derniers sont majoritairement des sérineprotéases
d’origine digestive ayant des activités enzymatiques similaires d’une
espèce larvaire à l’autre. Ces protéases contribuent au développement des larves :
elles assurent leur nutrition, leur établissement, leur migration et leur protection vis-àvis
du système immunitaire de l’hôte. Les tentatives de vaccination utilisant des
antigènes extraits des produits d’excrétion/sécrétion se sont soldées par un échec.
Cependant, plusieurs pistes restent à explorer notamment chez Oestrus ovis.
MOTS CLES :
Oestrus ovis, Hypoderma lineatum, Lucilia cuprina, produits d’excrétion/sécrétion,
myiase, larve.
TITLE: BIBLIOGRAPHIC CONTRIBUTION TO THE STUDY OF EXCRETION /
SECRETION PRODUCTS OF OESTRE LARVAE AND RELATED.
ABSTRACT:
The Diptera Oestrus ovis, Hypoderma lineatum and Lucilia cuprina are responsible
for myiasis in ruminants causing significant economics losses. New counter
strategies are being studied, one in particular concerning the development of
vaccines using the antigen base extracts from larval excretion/secretion products.
These are mainly serine-protease developed during digestion and have an enzymatic
behaviour similar from one larval species to the next.
These proteases contribute to the larval development and ensure their nutrition,
migration and protection from the host immune system.
Vaccination attempts using antigen extracts from larval excretion/secretion products
result in failure. Nonetheless, several leads remain to be studied, especially in the
case of Oestrus ovis.
KEYWORDS:
Oestrus ovis, Hypoderma lineatum, Lucilia cuprina, excretion/secretion products,
myiasis, larvae.

MINISTERE DE L'AGRICULTURE ET DE LA PECHE
ECOLE NATIONALE VETERINAIRE DE TOULOUSE
Directeur : M. P. DESNOYERS
Directeurs honoraires……. : M. R. FLORIO
M. J. FERNEY
M. G. VAN HAVERBEKE
Professeurs honoraires….. : M. A. BRIZARD
M. L. FALIU
M. C. LABIE
M. C. PAVAUX
M. F. LESCURE
M. A. RICO
M. A. CAZIEUX
Mme V. BURGAT
M. D. GRIESS
M. J. CHANTAL
M. J.-F. GUELFI
M. M. EECKHOUTTE
PROFESSEURS CLASSE EXCEPTIONNELLE
M. CABANIE Paul, Histologie, Anatomie pathologique
M. DARRE Roland, Productions animales
M. DORCHIES Philippe, Parasitologie et Maladies Parasitaires
M. TOUTAIN Pierre-Louis, Physiologie et Thérapeutique
PROFESSEURS 1ère CLASSE
M. AUTEFAGE André, Pathologie chirurgicale
M. BODIN ROZAT DE MANDRES NEGRE Guy, Pathologie générale, Microbiologie, Immunologie
M. BRAUN Jean-Pierre, Physique et Chimie biologiques et médicales
M. DELVERDIER Maxence, Histologie, Anatomie pathologique
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M. MARTINEAU Guy-Pierre, Pathologie médicale du Bétail et des Animaux de basse-cour
M. MILON Alain, Pathologie générale, Microbiologie, Immunologie
M. PETIT Claude, Pharmacie et Toxicologie
M. REGNIER Alain, Physiopathologie oculaire
M. SAUTET Jean, Anatomie
M. SCHELCHER François, Pathologie médicale du Bétail et des Animaux de basse-cour
PROFESSEURS 2e CLASSE
Mme BENARD Geneviève, Hygiène et Industrie des Denrées Alimentaires d'Origine Animale
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M. CONCORDET Didier, Mathématiques, Statistiques, Modélisation
M. CORPET Denis, Science de l'Aliment et Technologies dans les industries agro-alimentaires
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Mme MEYNADIER-TROEGELER Annabelle, Alimentation
M. MOGICATO Giovanni, Anatomie, Imagerie médicale
Mlle PALIERNE Sophie, Chirurgie des animaux de compagnie
6
7
A mes parents adorés, pour tous leurs sacrifices et leur soutien.
A mon frère, que j’adore et à qui je souhaite plein de bonnes choses.
A Emilie, ma petite femme que j’aime à la folie et avec qui je souhaite passée ma vie.
A toute ma famille et à tous mes proches que j’aime.
A mon cousin David pour son soutien logistique entre autres.
A Trevor, pour son soutien linguistique.
A tous mes ami(e)s : Arnaud « el » baroudeur, « el » Nordiste, Eric ou pépé « main »lin,
Bribrice ou « gwande zoweille », Puch et son lit, Olive et sa bande de castors, Matmat et son
ordi, Paulo et le professeur Thibault, Fred le toubib, Psy et sa femme, Alexis mon « ptit »
poulot, Norélie et Ch « w »istine mes réunionnaises, Justine et Tiphaine, Christophe et
Lidwine, Michel et Céline, Vincent et Fanny, et à tous ceux que j’ai oublié involontairement,
merci pour tous ces moments géniaux passés avec vous et vivement les prochains !
8
9
Table des matières
Tables des illustrations............................................................................................................. 10
Tables des abréviations............................................................................................................ 11
Introduction.............................................................................................................................. 13
I. Caractérisation des PES des larves ..................................................................................... 15
1. La biologie des parasites............................................................................................... 15
1.1. Chez Oestrus ovis............................................................................................. 15
1.2. Chez Hypoderma lineatum............................................................................... 19
1.3. Chez Lucilia cuprina ........................................................................................ 21
2. Les enzymes sécrétées/excrétées .................................................................................. 24
2.1. Les différentes activités enzymatiques............................................................. 24
2.2. Les protéases excrétées/sécrétées..................................................................... 29
3. Les produits excrétés/sécrétés non enzymatiques......................................................... 38
3.1. L’ammoniac...................................................................................................... 38
3.2. La protéine Péritrophine-95 (P-95) .................................................................. 39
3.3. Les PES synthétisés dans les glandes salivaires............................................... 43
4. Bilan............................................................................................................................. 44
II. Rôle des PES dans le développement larvaire.................................................................. 47
1. Protection vis à vis du système immunitaire de l’hôte ................................................. 47
1.1. Clivage des IgG et des IgA............................................................................... 47
1.2. Action sur le complément................................................................................. 52
1.3. Action sur la prolifération lymphocytaire ........................................................ 55
1.4. Rôle immunosuppresseur de l’ammoniac ........................................................ 60
1.5. Bilan ................................................................................................................. 60
2. Nutrition des larves....................................................................................................... 62
2.1. Modalité de la digestion ................................................................................... 62
2.2. Maintien d’un apport constant en nutriments................................................... 64
3. Facilitation de l’établissement larvaire ......................................................................... 67
3.1. Chez Oestrus ovis............................................................................................. 67
3.2. Rôle de LCTb chez Lucilia cuprina ................................................................. 67
4. Migration larvaire ......................................................................................................... 68
4.1. Chez Hypoderma lineatum............................................................................... 68
4.2. Chez Lucilia cuprina ........................................................................................ 68
5. Les lésions induites....................................................................................................... 69
5.1. Chez Oestrus ovis............................................................................................. 69
5.2. Chez Hypoderma lineatum............................................................................... 70
5.3. Chez Lucilia cuprina ........................................................................................ 72
6. Bilan général ................................................................................................................. 74
10
III. PES et perspectives vaccinales.......................................................................................... 77
1. Développement d’une immunité naturelle.................................................................... 77
2. Les intérêts d’un vaccin ................................................................................................ 80
3. Les tentatives de vaccination ........................................................................................ 81
3.1. Immunogénicité des PES larvaires................................................................... 81
3.2. Essais vaccinaux............................................................................................... 83
4. Discussion sur les essais ............................................................................................... 86
4.1. Choix de l’Ag vaccinal..................................................................................... 86
4.2. Voie d’administration....................................................................................... 89
4.3. Rôle des adjuvants............................................................................................ 89
4.4. Production de protéines recombinantes............................................................ 91
Conclusion…………………………………………………………………………………… 93
Bibliographie…………………………………………………………………………………. 95
11
Table des illustrations
Tableau 1 : Analyse semi-quantitative par API-ZYM des activités enzymatiques de solution
larvaire............................................................................................................................... 26
Tableau 2 : Enzymes (nanomoles / 40μl) dans les sécrétions stériles de Lucilia cuprina ......... 28
Tableau 3 : Spectre d'inhibition des molécules utilisées (d'après les laboratoires Roche, France)
........................................................................................................................................... 31
Tableau 4 : Les PES larvaires : synthèse.................................................................................... 44
Tableau 5 : Propriétés immunomodulatrices des PES larvaires................................................. 61
Figure 1 : cycle biologique d’Oestrus ovis................................................................................. 17
Figure 2 : cycle biologique d’Hypoderma lineatum................................................................... 20
Figure 3 : cycle biologique de Lucilia cuprina .......................................................................... 23
Figure 4 : Diagramme de représentation de la protéine Péritrophine-95. .................................. 41
Figure 5 : Disposition de la Péritrophine-95 au sein de la Membrane Péritrophique ................ 42
Figure 6 : Structure d’une immunoglobuline ............................................................................. 48
Figure 7 : Activité protéasique des PES sur les IgG et les IgA et conséquences pour le système
immunitaire. ....................................................................................................................... 51
Figure 8 : Bilan : Rôles des PES dans le développement larvaire. ............................................ 75
12
Table des abréviations
aαa : acide α aminé
Ac : Anticorps
Ag : Antigène
APMSF : (4-amidinophenyl)-methanesulfonyl fluoride
BAPNA : Benzoyl-arginine-nitroanilide
CMH I : Complexe Majeur d’Histocompatibilité de classe I
CMH II : Complexe Majeur d’Histocompatibilité de classe II
Dip-F : Diisopropylfluorophosphate
EDTA : éthylène diamine tétra acétate
HA : Hypodermine A
HB : Hypodermine B
HC : Hypodermine C
IgA : Immunoglobuline A
IgG : Immunoglobuline G
kDa : kilo
IL-2 : Interleukine 2s Dalton
L1 : Larve de premier stade
L2 : Larve de deuxième stade
L3 : Larve de troisième stade
LB : Lymphocyte B
LCT : Lucilia chymotrypsine
LT : Lymphocyte T
NO : Monoxyde d’azote
P-55 : Péritrophine-55
P-95 : Péritrophine-95
PES : Produit d’Excrétion/Sécrétion
PM : Membrane/Matrice Péritrophique
PMSF : PhénylMéthonylSulfonyl Fluoride),
SALNA : Succinyl-alanyl-alanyl-prolyl-leucine-nitrosanilide
SAPNA : Succinyl-alanyl-alanyl-prolyl-phenylalanine-nitroanilide
SBTI : soybean trypsin inhibitor
TLCK : tosyl-L-lysine chloromethyle ketone
TPCK : tosyl-L-phenylalaline chloromethyle ketone
VALNA : valyl-leucyl-lysine-nitroanilide
13
Introduction
Oestrus ovis (Linné 1761), insecte Diptère de la famille des Oestridés est un mésoparasite
obligatoire à l’état larvaire, des cavités nasales et des sinus du mouton et de la chèvre. Ce
parasitisme protélien provoque une myiase cavitaire : l’oestrose (Papavero, 1977).
Une myiase (du grec « myia » : mouche), est une infestation de l’homme ou des animaux
provoquée par des larves de Diptères se nourrissant, au moins pendant une période de leur vie,
de tissus ou des liquides organiques de leur hôte. (Rodhain et al., 1985).
En France, l’oestrose touche 50% du cheptel. Les femelles d’Oestrus ovis pondent
directement des larves de premier stade autour des narines des moutons. Ces larves pénètrent
activement par les orifices nasaux pour venir coloniser les fosses nasales et engendrer après
deux mues successives des larves de troisième âge plus profondément situées dans les voies
nasales et pouvant même coloniser les sinus frontaux. Cela se manifeste notamment sur les
moutons par des signes cliniques de type jetage, mouchage, problèmes respiratoires qui
peuvent entraîner des retards de croissance et donc des pertes économiques notables (Alzieu et
Chiarisoli, 1990).
Dans le cadre de cette étude bibliographique, nous allons inclure les recherches portées
sur deux autres agents Diptères responsables de myiase : Hypoderma lineatum qui appartient à
la famille des Oestridés tout comme Oestrus ovis et Lucilia cuprina qui appartient à la famille
des Calliphoridés. Ce choix a été motivé par la disponibilité d’études parallèles menées sur ces
trois insectes Diptères et sur leurs produits d’excrétion/sécrétion dans le but d’une vaccination
éventuelle. En ce qui concerne les autres agents de myiase, les données disponibles sur le sujet
traité se sont révélées être insuffisantes voir absentes.
Hypoderma lineatum est responsable d’une myiase nommée l’hypodermose qui touche
tout l’hémisphère nord et donc la France. Cette mouche pond ses oeufs sur le poil des bovins
principalement. La larve obtenue après éclosion migre dans l’organisme au sein du tissu
conjonctif profond qui l’amène après huit mois dans le tissu conjonctif sous-cutané. Là elle
continuera ses mues larvaires puis formera un nodule sous-cutané. Une fois le troisième stade
larvaire atteint, elle sort et tombe sur le sol pour poursuivre son cycle. La lésion provoquée sur
14
la peau, ou « varron » fragilise la peau des bovins et la rend inutilisable pour le cuir. De plus,
les bovins parasités ont des baisses de performances zootechniques (croissance des animaux et
production laitière) (Benakhla et al., 1993).
Lucilia cuprina est elle responsable d’une myiase des plaies. En Australie et en Nouvelle
Zélande notamment, l’odeur des plaies mal nettoyées et sans protection attire ces mouches qui
pondent à cet endroit, entraînant le développement des larves in situ. Cette myiase peut
également se développer sur des toisons humides ou fragilisées par des infections bactériennes
(Bourée et Resende, 2001). Le développement larvaire engendre des pertes économiques très
importantes pour l’industrie textile australienne : Arundel et Sutherland, (1988) évoquent des
pertes allant jusqu’à cent millions de dollars par an.
La lutte contre ces myiases, justifiée par les pertes économiques qu’elles occasionnent, a
été basée jusqu’à présent sur l’emploi d’insecticides et de larvicides. Mais les résistances se
développent et de nouvelles stratégies de lutte sont étudiées en particulier la lutte biologique
fondée sur le développement de vaccins à base d’antigènes extraits des produits
d’excrétion/sécrétion des larves. En effet, les larves de la famille des Oestridés sont acéphales
et n’ont pas d’appareil buccal développé tout comme les larves de premier stade de Lucilia
cuprina. Par conséquent, la nutrition des larves et donc la poursuite du cycle parasitaire font
appel à des produits excrétés/sécrétés par les larves. Ainsi, la vaccination a pour but de
développer sur l’animal parasité une immunité à base d’anticorps, capable d’inhiber les
fonctions des PES et donc le développement larvaire.
L’objectif de cette étude bibliographique est de synthétiser les données existantes sur la
caractérisation de ces produits d’excrétion/sécrétion, leur rôle au sein du développement
larvaire et les conséquences que leur présence engendre sur la formation des lésions et sur les
perspectives vaccinales envisagées.
15
I. Caractérisation des PES des larves
Dans cette partie, la biologie des trois parasites est abordée et notamment le cycle
d’infestation, les différents stades larvaires afin de souligner la nature des besoins propres à
chaque stade, puis les PES et leur composition chimique sont analysés.
I.1. La biologie des parasites
1.1. Chez Oestrus ovis
a) Le cycle parasitaire (Tabouret, 1998)
Après éclosion, les mouches se regroupent au niveau d’un site d’agrégation où a lieu
l’accouplement. La femelle, larvipare, s’envole à la recherche de l’hôte. Elle dépose aux
commissures nasales des larves de premier stade (L1). Les L1 pénètrent dans les cavités
nasales et migrent jusque dans l’ethmoïde où se déroule la première mue (L1-L2). La L2 gagne
les sinus et se transforme en larve de troisième stade (L3) qui retourne dans le milieu extérieur
par le chemin inverse : lorsque ces dernières ont atteint une taille et un poids suffisant, elles
retournent dans les cavités nasales d’où elles sont expulsées à l’occasion des éternuements de
l’hôte. Elles s’enterrent et débute alors la pupaison pendant laquelle se déroule la nymphose.
Trente à 40 jours plus tard, en fonction de la température et du degré d’humidité, émerge un
nouvel imago.
C’est un cycle holoxène à infestation active (figure 1), stratégie d’infestation inhabituelle
pour un mésoparasite. En effet, une grande majorité des mésoparasites s’introduisent
passivement dans l’hôte à la faveur de son comportement trophique.
16
La durée du cycle varie selon la région et le climat. Lorsque les conditions présidant à
l’accomplissement du cycle sont favorables (fin de printemps, été des zones tempérées),
l’évolution de L1 à L3 dure quatre semaines environ. Dans le cas contraire, lors de basses
températures ou de fortes sécheresses, (hiver ou saison sèche des régions sahéliennes), les
larves de premier stade sont capables d’arrêter leur développement au sein de l’hôte en entrant
en vie ralentie ou diapause. En ce qui concerne la pupaison, des conditions précises de
température et d’humidité sont essentielles à la réussite de cette étape. Le seuil thermique
minimum nécessaire est de 12°C pour les mâles et de 15,5°C pour les femelles. Les besoins
énergétiques supérieurs chez la femelle peuvent s’expliquer par la nécessité d’une maturation
sexuelle. Les températures trop basses ou trop hautes peuvent ainsi être néfastes pour le
développement de l’insecte durant cette période. La durée de pupaison semble subir de grandes
variations : de 27/34 jours à plus d’un an suivant les conditions climatiques.
17
Figure 1 : cycle biologique d’Oestrus ovis
D’après (Tabouret, 1998)
18
b) Les différents stades larvaires
Les L1 mesurent de 1 à 2 mm de long. Elles sont translucides à blanchâtres. Le premier
segment porte de part et d’autre de la bouche deux crochets massifs. Il existe plusieurs rangées
d’épines par métamères. Ces appendices permettent de faciliter les déplacements des larves
ainsi que leur fixation à la muqueuse pituitaire évitant l’élimination brutale au moment des
éternuements. Ces larves ont un aspect fusiforme et aplati. Dans les cavités nasales, elles se
nourrissent de mucus et ont une durée de développement très variable (2 semaines à 9 mois)
(Dorchies et Alzieu 1997).
Les L2 sont opaques et blanches (les plaques stigmatiques postérieures deviennent
visibles). Elles mesurent de 3,5 à 12 mm et possèdent un équipement en crochets et en épines
beaucoup plus réduit que celui de la L1. Il est vraisemblable que sa position dans les sinus, à
l’abri des turbulences, lui permet de faire l’économie de ces appendices. A la face postérieure
du dernier segment, les plaques stigmatiques, de couleur orange, sont grossièrement
pentagonales (Dorchies et Alzieu 1997).
Les L3 sont volumineuses (plus de 2 cm). Au cours de leur évolution, leur couleur, blancjaunâtre,
s’obscurcit jusqu’à devenir noirâtre, à la suite de l’apparition de bandes transversales
plus foncées. La face dorsale de la larve est bombée. La face ventrale est plane et possède une
multitude de petites épines facilitant la reptation. Le premier anneau est muni de deux crochets
et porte les ébauches antennaires qui ont deux ocelles chacune. Le dernier anneau constitue une
chambre stigmatique dont les marges présentent des organes sensoriels (Dorchies et Alzieu
1997).
c) Les besoins propres à chaque stade
Dans la famille des Oestridés, les pièces buccales des adultes sont atrophiés, (Zumpt,
1965), ce qui empêche toute nutrition. Les réserves énergétiques et protéiques indispensables
aux activités des adultes (vol, recherche du partenaire, recherche de l’hôte, reproduction…)
seront accumulées uniquement au cours des stades larvaires.
L’adulte ne prend aucun repas alors que les larves absorbent les exsudats présents dans les
cavités nasales et les sinus. Il a été montré in vitro qu’elles avaient besoin d’une quantité élevée
de protéines ce qui est aussi confirmé par leur sensibilité aux médicaments étroitement liés aux
protéines plasmatiques comme le closantel (Dorchies, Alzieu, 1994).
Les trois stades larvaires se nourrissent. Les larves L1 utilisent comme source de protéines
l’exsudat nasal et des sérosités contenues dans les fosses nasales (Alzieu et Charisioli, 1990).
19
Le stade L3 accumule suffisamment de réserves nutritives pour assurer la pupaison (étape
fondamentale nécessitant un haut niveau énergétique pour donner un adulte).
Il a été démontré par Cepeda-Palacios et al., (1999) que le gain de poids le plus important
pour la larve (45% du poids définitif moyen qui est de 518 mg) se produit juste après la mue
L2-L3, pendant le stade précoce de L3.
Ces résultats sont en accord avec l’étude faite par Tabouret, (2001) qui a montré que les
quantités de protéases excrétées pendant les trois stades larvaires in vitro étaient variables. Les
larves L1 sécrètent moins de protéases que les larves L2 et L3. Ainsi la quantité de PES
sécrétée par les larves augmentent avec le degré d’évolution et traduit des besoins plus
importants pour les stades L2 et L3.
1.2. Chez Hypoderma lineatum
a) Le cycle parasitaire (Benakhla et al., 1993)
Ces insectes sont actifs à la belle saison, de mai à juillet surtout. Leur rayon d’action est
limité de 500 m à 1 km. Elles sont attirées par les couleurs sombres et les bovins sur lesquels
elles pondent les oeufs. Ces derniers sont disposés sur les poils, en ligne les uns à côté des
autres. Ils sont pondus en grand nombre, environ 1000 oeufs par mouche, sur la partie inférieure
des membres antérieurs.
Deux à 7 jours après la ponte, les oeufs éclosent et libèrent des larves L1 qui traversent le
tégument activement et migrent à travers le tissu conjonctif profond jusqu’à octobre/novembre
pour arriver au niveau de l’oesophage où elles s’installent dans la sous-muqueuse parallèlement
à son axe. Ces L1 s’accumulent ainsi en régions sous oesophagiennes. En janvier, les larves
reprennent leur migration jusqu’au tissu conjonctif sous-cutané dorsal du bovin parasité. En
février/mars, elles percent un trou (pertuis) dans la peau et se retournent en face de celui-ci, de
manière à disposer leur partie arrière en face du pertuis : ainsi les stigmates du dernier anneau
leur permettent de respirer à l’extérieur. Au total, la migration de L1 dure de 7 à 8 mois.
Les larves muent alors en L2 puis en L3. Cette mue entraîne progressivement une
déformation de la peau du bovin qui forme un nodule isolé du reste de l’organisme par une
coque fibreuse, élaborée par le bovin. C’est un kyste parasitaire. La larve est alors appelée
communément « varron ».
La larve L3 quitte ensuite le bovin entre avril et juillet soit par contraction des muscles du
bovin lorsqu’il se lève, soit par ses propres mouvements. Elle tombe alors sur le sol et
20
s’enfonce dans l’humus. Sa paroi se durcit, elle reste immobile et forme la pupe. A l’intérieur
de cette pupe se forme l’imago qui quitte la larve par la fente circulaire : ces diptères sont donc
des cycloraphes. Quatre à 6 semaines plus tard naîtra une nouvelle mouche.
Le cycle parasitaire est présenté.dans la figure 2.
Figure 2 : cycle biologique d’Hypoderma lineatum
D’après (Benakhla et al., 1993)
21
b) Les différents stades larvaires
A l’éclosion, les larves L1 mesurent de 0.6 à 0.7 mm et peuvent atteindre 10 à 17 mm de
long en fin de croissance c’est à dire avant la première mue larvaire. Elles sont pourvues de
pièces buccales et sont mobiles (Boulard and Garrone, 1978).
Les larves L2 n’ont pas de crochets mais des stigmates. Les larves L3 mesurent de 2 à 3 cm
de long. Elles ont une allure générale en nacelle, bombée, constituée de 11 segments : sur
chaque segment, excepté le premier, on trouve trois rangées de tubérosités sur le côté. Sur le
dernier segment, on peut observer des plaques stigmatiques en forme de fer à cheval
relativement ouvert. Ces deux derniers stades larvaires sont immobiles (Boulard and Garrone,
1978).
c) Les besoins propres à chaque stade
La mouche adulte ne vit que quelques jours, une semaine au maximum. Elle survit grâce
aux réserves accumulées au cours de la vie larvaire. Dépourvue d’orifice buccal, elle ne peut
s’alimenter. Le stade adulte est uniquement voué à la reproduction. Boulard et Weintraub,
(1973) ont démontré que les sécrétions de la larve L1 étaient en continuelle augmentation au
cours de son évolution, notamment les fractions à activité protéolytique. La lyse des tissus est
en conséquence plus importante et les produits de dégradation plus abondants. Plus la larve L1
progresse au cours de sa migration, plus elle stocke des réserves nutritives pour les stades L2 et
L3 qui sont des stades immobiles. Ces dernières se nourrissent en plus de l’abcès formé dans le
tissus sous cutané dorsal.
1.3. Chez Lucilia cuprina
a) Le cycle parasitaire (http://www.dpi.qld.gov.au/sheep/10041.html)
Les adultes vivent à peu près de 2 à 3 semaines. Les femelles possèdent des organes
sensoriels bien développés sur les pattes qui servent à détecter un environnement propice à la
ponte des oeufs. Les femelles matures pondront de 2 à 3 groupes d’oeufs avec environ 200 oeufs
par groupe. Les oeufs sont pondus individuellement à 15 secondes d’intervalle ce qui signifie
que la ponte des oeufs durent à peu près une heure par groupe.
22
Le nombre de larves nécessaires à l’établissement d’une lésion sur la peau des moutons et
donc à leur développement est d’au moins 15000. Par conséquent les lésions formées sont le
résultat de pontes de plusieurs femelles et cela d’autant plus que chaque oeuf pondu ne donne
pas forcément naissance à une larve viable.
Les oeufs éclosent en larves L1 12 à 24 heures après la ponte en général, mais des
exceptions sont possibles. En effet dans des conditions idéales, c’est à dire avec une
température tempérée et une toison humide par exemple, les oeufs peuvent éclorent sous 8
heures. Les larves L1 muent en L2 qui elles-mêmes muent en L3 à la surface de la peau. Ces
dernières atteignent la longueur de 10 à 15 mm. Ces deux mues successives se déroulent la plus
part du temps en trois à quatre jours.
Puis la larve L3 tombe du mouton et s’enterre dans le sol afin de former la pupe. Ce stade
dure de un à deux jours. Cela se passe généralement pendant la nuit ou tôt le matin quand les
températures sont les plus basses. La pupe donne naissance à un adulte deux jours après sa
formation.
Ce cycle met en évidence le maintient d’une population de Lucilia cuprina en contact avec
le troupeau de moutons infestés puisque les larves tombent directement du mouton donc dans
son aire vitale. De plus les adultes ne volent normalement pas au-delà de trois kilomètres de
leur lieu d’éclosion.
Après leur naissance, les femelles ont des besoins en protéines pour rendre leur organe de
reproduction mature. Elles auront également besoin d’une quantité élevée de protéines durant
la période précédant l’éclosion. Les sources de protéines disponibles pour la femelle sont les
carcasses, le fumier ou les plais déjà existantes à la surface cutanée des moutons.
Le cycle parasitaire est présenté dans la figure 3.
23
Figure 3 : cycle biologique de Lucilia cuprina
(D’après http://www.dpi.qld.gov.au/sheep/10041.html)
b) Les différents stades larvaires
Les larves L1 ne possèdent pas de crochets buccaux comme L2 et L3. Par contre les larves
L1 ont deux rangées d’épines dans la cavité buccale qui abrasent les couches cellulaires les
plus externes de la peau (Sandeman et al., 1987).
Les larves L2 et L3 possèdent des grosses mandibules qui permettent par rapport à L1 une
rupture de l’intégrité cutanée. Ainsi ces deux larves ont un meilleur efflux d’exsudat, un
meilleur accès aux enzymes larvaires et une pénétration plus facile dans le tissus (Sandeman et
al., 1987).
c) Les besoins propres à chaque stade
Les besoins alimentaires accrus pour les stades L2 et L3 se traduisent anatomiquement
par la présence de grosses mandibules qui permettent un meilleur efflux d’exsudat, un meilleur
accès aux enzymes larvaires et une pénétration plus facile des larves dans les tissus. La
présence de ces grosses mandibules sur L2 et L3 correspond à la croissance la plus importante
et donc le moment où il faut le plus de nutriments accessibles pour la larve. Cela se traduit par
l’augmentation de la dégradation cutanée qui correspond au passage L1/L2. Parallèlement, la
24
quantité de protéases excrétées augmentent également avec le stade larvaire (Sandeman et al.,
1987).
I.2. Les enzymes sécrétées/excrétées
2.1. Les différentes activités enzymatiques
2.1.1. Mise en évidence
a) API-ZYM
Ce test, réalisé avec des PES de larves d’Oestrus ovis de premier, second et troisième
stade, est basé sur des galeries bactériologiques API et permet la mise en évidence et la semiquantification
de certaines activités telles que phosphatase, protéase, osidase. L’activité
enzymatique a été chiffrée selon une grille de lecture quantifiant l’intensité de la coloration de
0 à 5.( Tabouret, 2001)
Ce test a été également réalisé avec des sécrétions stériles de larves de Lucilia cuprina de
premier, second et troisième stade (Guerrini et al., 1988). L’activité enzymatique a été évaluée
en obtenant les concentrations des différentes enzymes dans les sécrétions et tout au long des
trois stades larvaires. Le pH optimum pour l’activité de chaque enzyme est aussi pris en
compte.
b) Test de la protéolyse d’un substrat synthétique aspécifique
L’activité protéolytique des PES des larves d’Oestrus ovis a été mise en évidence après
incubation avec un substrat synthétique chromogène : l’Azocoll (Azo-Dye-Impregnated-
Collagen). L’intensité de la protéolyse a été estimée après lecture au spectrophotomètre à 490
nm (Tabouret, 2001).
25
2.1.2. Résultats
a) Chez Oestrus ovis (Tabouret, 2001)
L’analyse des PES sur galeries API-ZYM (Tableau 1) a mis en évidence une forte
activité protéolytique de type trypsine : le substrat correspondant a été dégradé. Parallèlement
aucune activité de type chymotrypsine n’a été observée. On note également une forte activité
phosphatase (alcaline et acide phosphatase), leucine arylamidase et naphtol-AS-BIphosphohydrolase.
L’activité osidase reste modérée : il n’y a pas d’activité galactosidase et β
glucosidase notamment, mais on trouve des activités α glucosidase, glucuronidase,
glucoaminidase et mannosidase. On note également une activité estérase en C4. Il n’y a aucune
activité lipasique. L’Azocoll a été digéré par les PES à hauteur de 32.6% pour L1, 36.2% pour
L2 et 60.3% de l’activité d’une clostridiopeptidase pure. On montre ainsi que l’activité
protéolytique des PES est plus forte pour les L3.
Par ailleurs, une forte activité protéolytique a été mise en évidence avec des extraits du
tractus digestif mais aucune n’a été mise en évidence dans le contenu des glandes salivaires.
26
Tableau 1 : Exemple d’analyse semi-quantitative par API-ZYM des activités enzymatiques de solution
provenant des trois stades larvaires d’après Tabouret, (2001).
Produit larvaire
Activité PES CI PIM CGS
Contrôle 0 0 0 0
Phosphatase alcaline 5 5 5 0
Esterase (C4) 4 3 4 1
Lipase esterase 1 2 3 1
Lipase (C14) 0 0 0 0
Leucine arylamidase 5 5 5 0
Valine arylamidase 1 0 0 0
Cystine arylamidase 1 1 1 0
α Trypsine 5 4 5 0
α Chymotrypsine 0 0 0 0
Acide phosphatase 5 5 5 1
Naphtol-AS-BI-phosphohydrolase 5 5 5 1
Galactosidase 0 0 0 0
β galactosidase 0 0 0 0
β glucuronidase 1 2 2 0
α glucosidase 1 2 3 0
β glucosidase 0 0 0 0
N-acétyl-β-glucoaminidase 2 3 3 0
α mannosidase 2 1 4 0
α fucosidase 0 1 0 0
Légende : PES : Produit d’Excrétion/Sécrétion
CI : Contenu Intestinal
PIM : Protéine Intégrée à la Membrane
CGS : Contenu des Glandes Salivaires
27
b) Chez Lucilia cuprina
L’analyse des PES stériles par Guerrini et al., (1988) par API-ZYM (Tableau 2) sur les
trois stades larvaires permet d’évaluer les concentrations enzymatiques. Cette étude révèle une
forte activité alcaline phosphatase et leucine arylamidase avec des concentrations d’enzymes
supérieures à 40 nmol/40μl de sécrétions. Les activités acide phosphatase et naphtol
phosphohydrolase suivent avec des concentrations d’enzymes de 30 nmol /μl de sécrétions. Ces
concentrations se maintiennent tout au long des trois stades larvaires avec une petite
augmentation pour l’enzyme naphtol phosphohydrolase au cours du passage L1/L2.
L’ activité protéolytique de type trypsine est marquée au cours du premier stade larvaire
(20 nmol/40 μl de sécrétions), augmente lors du passage L1/L2 puis diminue pendant le
troisième stade larvaire. L’activité de type chymotrypsine n’a pas été détectée.
Les autres activités restent faibles pendant le premier stade larvaire, puis :
- augmentent au cours des autres stades, c’est le cas pour les activités estérase, estérase
lipase et cystéine arylamidase avec des variations des concentrations de chacune.
- augmentent fortement au cours du passage L1/L2 puis diminuent lors du passage L2/L 3 :
c’est le cas pour l’activité valine arylamidase.
- stagnent à un niveau très faible voire nul : c’est le cas pour l’activité lipase.
Les valeurs de pH obtenues montrent que 7 enzymes sur 10 détectées ont un pH optimum
compris entre 7.5 et 9.0 c’est à dire qu’elles sont très efficaces en pH alcalin.
28
Tableau 2 : Activités enzymatiques (nanomoles / 40μl) dans les sécrétions stériles de Lucilia cuprina d’après
Guerrini et al., (1988).
Stade larvaire
Enzyme pH optimum Premier stade Deuxième stade Troisième stade
Phosphatase alcaline 8.5 >40 >40 >40
Acide phosphatase 5.4 30 30 30
Esterase (C4) 6.5 5 15 20
Lipase esterase 7.5 5 5 10
Lipase 7.5 0 5 0
Leucine arylamidase 7.5 >40 >40 >40
Valine arylamidase 7.5 5 25 15
Cystine arylamidase 7.5 5 10 15
Trypsine 9.0 20 25 15
Naphtol
phosphohydrolase 5.4 20 30 30
2.1.3. Bilan et comparaison des activités enzymatiques
Si on compare les deux types de résultats obtenus, on constate que la méthode utilisée est
la même pour Lucilia cuprina et pour Oestrus ovis. Cependant, Guerrini et al., (1988) ont
réalisé une étude sur le profil enzymatique suivant le stade larvaire de Lucilia cuprina. Ce type
de profil n’a pas été étudié pour Oestrus ovis pour lequel les données disponibles concernent un
mélange des PES des trois stades larvaires. De plus, on peut voir que l’exploitation des
résultats obtenus par API-ZYM diffère d’une étude à l’autre. En ce qui concerne Oestrus ovis,
l’activité enzymatique a été semi-quantifiée en se basant sur l’intensité de coloration. Dans le
cas de Lucilia cuprina, les auteurs ne précisent pas comment ils ont obtenu ces concentrations
enzymatiques à partir de la méthode API-ZYM. Ainsi, on ne peut pas comparer la précision des
résultats des deux études. En effet, l’intensité de coloration pour suivre une activité
enzymatique paraît être une mesure plus subjective que l’obtention de concentrations
enzymatiques. Mais les données sur le passage de la méthode API-ZYM aux concentrations
enzymatiques sont trop insuffisantes et ne permettent pas de juger la précision de ces résultats.
29
Néanmoins, on constate des similitudes entre les deux profils enzymatiques. On retrouve
notamment une forte activité phosphatase (alcaline et acide), naphtol-phosphohydrolase et
leucine arylamidase dans les deux cas. De même les activités estérase et estérase lipase
apparaissent semblables. Les activités lipase et de type chymotrypsine sont inexistantes à la
fois chez Oestrus ovis et Lucilia cuprina. En ce qui concerne l’activité trypsique, elle paraît
plus importante chez dans les PES d’Oestrus ovis que dans ceux de Lucilia cuprina.
Si on analyse les profils enzymatiques de Lucilia cuprina, il ressort que les
concentrations enzymatiques évoluent d’un stade larvaire à l’autre. On peut très bien imaginer
que l’on obtiendrait également des variations de concentrations enzymatiques suivant les stades
larvaires si une étude similaire était réalisée sur les PES d’Oestrus ovis. On peut supposer que
ces variations traduisent des besoins différents pour chaque stade larvaire. Les larves d’Oestrus
ovis et de Lucilia cuprina ont besoin de protéases pour digérer les protéines de leur
environnement qui constituent leur principale source de nutriements et ce, quelque soit le stade
larvaire considéré. Les augmentations des concentrations des protéases d’un stade larvaire à
l’autre traduisent des besoins croissants au cours du cycle parasitaire. Dans les deux cas, les
larves L3 doivent accumuler des réserves pour le stade pupaison. En revanche, il est difficile
d’expliquer la différence observée pour l’activité trypsique. On peut émettre l’hypothèse que
les larves d’Oestrus ovis sont confrontées majoritairement à des protéines constituées d’acides
aminés basiques et donc nécessitant des enzymes à activité trypsique pour les digérer.
2.2. Les protéases excrétées/sécrétées
2.2.1. Définitions
Les protéases sont des enzymes qui catalysent l’hydrolyse de liaisons peptidiques. Elles
se répartissent en deux catégories : les exopeptidases qui détachent les acides α aminés un à un
à partir des extrémités de la protéine et les endopeptidases qui catalysent le clivage d’une
liaison peptique interne à la protéine (McKerrow, 1989).
Les protéases sont séparées en 4 classes suivant l’importance des groupements chimiques
impliqués dans leur site catalytique. Les sérines-protéases forment une des 4 classes. Ce sont
des endopeptidases qui possèdent toutes un acide α aminé sérine au sein de leur site catalytique.
Ce groupement sérine permet de polariser la liaison peptidique destinée à être rompue sous
30
forme alcoolate. Pour atteindre cet état, une histidine et un aspartate formant une triade avec la
sérine doivent être positionnés pour que la liaison OH de la sérine soit très fortement polarisée.
Au sein de cette classe de protéases, on retrouve les enzymes de type chymotrypsine et
les enzymes de type trypsine. Les premières catalysent des hydrolyses de liaisons peptidiques
impliquant des acides α aminés volumineux et hydrophobes aromatiques (Phénylalanine,
Tyrosine, Tryptophane) tandis que les secondes hydrolysent la liaison peptidique du côté
carboxylique des acides α aminés basiques (lysine et arginine).
2.2.2. Caractérisation biochimique des protéases
Des inhibiteurs spécifiques tel que le PMSF (phénylméthonylsulfonyl fluoride),
l’APMSF (4-amidinophenyl)-methanesulfonyl fluoride), le TLCK (tosyl-L-lysine
chloromethyle ketone), le TPCK (tosyl-L-phenylalaline chloromethyle ketone) et le SBTI
(soybean trypsin inhibitor) notamment sont utilisés pour révéler la classe des protéases
contenues dans les PES ainsi que leur activité type trypsine ou chymotrypsine. Leur spectre
d’action est résumé dans le tableau 3.
L’emploi de substrat spécifique tel que le BAPNA (Benzoyl-arginine-nitroanilide), le
SALNA (Succinyl-alanyl-alanyl-prolyl-leucine-nitrosanilide), SAPNA (Succinyl-alanyl-alanylprolyl-
phenylalanine-nitroanilide) et VALNA (valyl-leucyl-lysine-nitroanilide) sert également
à identifier la nature des protéases. Le premier est un substrat spécifique de l’activité trypsique,
le deuxième est spécifique de l’activité chymotrypsique et élastase, le troisième est spécifique
de l’activité chymotrypsique et le quatrième de l’activité trypsique et plasminique (Sandeman
et al, 1990 et Tabouret, 2001).
Le pH optimum pour l’activité enzymatique des protéases a été identifié par variation des
tampons d’incubation (entre pH 4.5 et 9.5).
Les protéases ont été ensuite analysées par SDS-PAGE ou GS-PAGE (Gelatine Substrat
PAGE).
31
Tableau 3 : Spectre d'inhibition des molécules utilisées (d'après les laboratoires Roche, France)
Classe Protéases
Inhibiteur Inhibée Non inhibée Inhibée Non inhibée
APMSF Sérine Trypsine,Thrombine,
etc... Chymothrypsine
PMSF
Sérine/Cystéine Cystéine, Métallo et
aspartique protéases
Chymotrypsine,
Trypsine,
Thrombine, Papaïne
EDTA Métalloprotéases
TLCK Sérine/Cystéine Trypsine Chymotrypsine
TPCK Sérine/Cystéine Chymotrypsine
Trypsine,
Bromélaïne, Ficine,
Papaïne
Bestatine Aminopeptidases
E64 Cystéine
SBTI Sérine Métallo, Cystéine et
Aspartine protéases
Plasmine,
Kallikréine tissulaire
2.2.3. Mise en évidence des sérine-protéases et propriétés biochimiques
a) Chez Oestrus ovis
- Mise en évidence des sérine-protéases à activité trypsique et chymotrypsique :
La dégradation de l’azocoll par les PES de L3 n’est pas inhibée :
- par l’EDTA (éthylène diamine tétra acétate) qui est un inhibiteur de métallo-protéases
- par L’E64, inhibiteur de cystéine-protéases
- par la bestatin, inhibiteur d’aminopeptidases.
Par contre, les inhibiteurs spécifiques des sérine-protéases tels que l’APMSF, le PMSF et le
SBTI réduisent la dégradation de l’azocoll de respectivement 68%, 72% et 89%. On peut donc
en déduire que les protéases contenues dans les PES sont majoritairement des sérine-protéases
(Tabouret et al, 2003).
L’analyse des PES a déjà montré une activité trypsique. L’emploi du TLCK en présence
des PES et de l’azocoll réduit la dégradation de ce dernier de 88%. De plus BAPNA, un
32
substrat spécifique de l’activité trypsique, est hydrolysé en présence des PES de L3. Cette
hydrolyse est de même fortement diminuée par l’ajout de TLCK . On peut donc conclure à la
présence de sérine-protéases à activité trypsique au sein des PES (Tabouret et al, 2003).
Nous avons vu par API-ZYM que l’on ne constatait aucune activité protéasique de type
chymotrypsine. Malgré cela, la dégradation de l’azocoll est réduite de 68% en présence de
TPCK. De plus, si on ajoute ce dernier au peptide synthétique SALNA, la dégradation du
peptide est inhibée. Ces résultats confirment l’existence d’activités chymotryptiques ou
élastinolytiques au sein des PES.
- Propriétés biochimiques :
Le pH optimal de dégradation des peptides synthétiques par les PES s’étend de 7 à 9.5.
Les études en SDS-PAGE et GS-PAGE ont mis en évidence plusieurs protéases : un groupe
d’environ 100 kDa, un doublet à 69 kDa, un doublet à 45 kDa, une seule bande à 36 kDa et
enfin un triplet entre 20, 24 et 29 kDa. L’activité de ces protéases n’a pu être observée qu’en
conditions électrophorétiques non réductrices : cela suggère que ces molécules possèdent des
structures oligodimériques nécessaires à l’activité enzymatique (Tabouret, 2001). APMSF et
TLCK ont inhibé l’activité protéasique des bandes des PES de 36 kDa, 20/24/29 kDa. On peut
donc en déduire qu’elles caractérisent des protéases à activité trypsique.
Le pH optimal de dégradation des peptides synthétiques est le même que pour celui des
protéases à activité trypsique.
L’utilisation de TPCK a inhibé partiellement l’activité des bandes des PES de 69 kDa et
de 36 kDa mais n’a eu aucune action sur l’activité des bandes 20/24/29 kDa. On peut donc en
déduire que la bande 69 kDa doit caractériser une protéase à activité chymotrypsique. Pour la
bande de 36 kDa on ne peut pas conclure car elle est également inhibée par le TLCK comme
nous l’avons vu précédemment (Tabouret, 2001). Chez Oestrus ovis la majorité des sérineprotéases
a donc une activité trypsique (Tabouret, 2001).

PARTIE 1

b) Chez Hypoderma lineatum
- Mise en évidence des sérine-protéases à activité trypsique et chymotrypsique :
L’ activité de l’hypodermine C (HC) n’est pas inhibée par l’EDTA, on peut donc en
conclure que ce n’est pas une métallo-protéase. Mais l’utilisation d’un inhibiteur tel que Dip-F
33
(Diisopropylfluorophosphate) inhibe complètement l’activité de HC sur le collagène dans des
proportions stoechiométriques. On peut ainsi conclure que l’HC possède un groupement sérine
au sein de son site catalytique et donc appartient à la classe des sérine-protéases. En revanche,
ses activités chymotrypsique et trypsique sont nulles : l’utilisation du TPCK et du TLCK n’ont
eu aucun effet sur l’enzyme (Lecroisey et al, 1979). Cependant l’appartenance à la famille
trypsine ou chymotrypsine est discutée : l’HC se rapprocherait plus de la famille
chymotrypsine. Lors de l’établissement de sa séquence en acides α aminés complète, Lecroisey
et al, (1987) ont mis en évidence 32% d’homologie avec la chymotrypsine bovine et 38% d’
homologie avec la protéinase I (Collagénase du crabe Uca pugilator appartenant à la famille
chymotrypsine).
TLCK inhibe l’activité de l’hypodermine A (HA), tout comme la benzamidine qui est un
inhibiteur compétitif. Le TPCK n’a aucune influence sur l’activité confirmant le fait que HA
est une sérine-protéase de type trypsine (Tong et al, 1981).
L’utilisation d’inhibiteurs polypeptidiques naturels de trypsine tel que SBTI réduit
l’activité de l’hypodermine B (HB) de 90% pour un ratio moléculaire de 1/1 et de 100% pour
un ratio moléculaire de 2/1. De même TLCK inhibe l’activité protéasique de HB tandis que
TPCK est sans effet. Ces résultats révèlent que HB a une activité protéasique de type trypsine
(Lecroisey et al,1983).
- Propriétés biochimiques :
L’ hypodermine A (HA) a une activité maximale pour un pH compris entre 7 et 8.5.
L’HA est stable pour une température inférieure à 55°C : lorsque la température est maintenue
à 55°C pendant 10 minutes, l’activité estérasique est maintenue. En contre-partie si l’on
dépasse ce seuil de température, l’HA montre une perte d’activité protéasique très importante.
Son poids moléculaire est de 27 kDa. Deux ponts disulfures sont intégrés à la structure de la
protéine. Elle a une activité de type estérase et amidase sur les substrats synthétiques
spécifiques de l’activité trypsique. Aucune activité sur les substrats spécifiques de l’activité
chymotrypsique n’est constatée (Tong et al, 1981).
L’hypodermine B (HB) a une activité maximale pour un pH compris entre 8.5 et 10.2
avec un maximum à pH 8.5. Son activité protéasique est totalement inhibée à un pH inférieur à
4.5, mais cette inactivition est réversible : elle est retrouvée après une incubation à pH 8.5.
L’HB est stable thermiquement à 55°C. Elle perd 50% de son activité après 20 minutes à 60°C.
Au delà de 65°C aucune activité n’est constatée. Son poids moléculaire est de 23 kDa. Deux
ponts disulfures seraient présents au sein de sa structure. Elle exerce une activité estérase et
34
amidase sur des substrats spécifiques de l’activité trypsique mais aucune sur des substrats
spécifiques de l’activité chymotrypsique. Aucun effet sur le collagène natif n’est observé
(Lecroisey et al, 1983). Aucune enzyme à activité chymotrypsique n’a été retrouvée chez
Hypoderma lineatum
L’hypodermine C (HC) a une activité maximale pour un pH optimal compris entre 8 et
8.5 et ce, avec du collagène comme substrat. En dessous d’un pH de 4.5, l’enzyme est
totalement inactive. Comme pour les deux autres hypodermines, cette inactivition est
totalement réversible. En effet, si on incube en suivant l’enzyme à pH 8.5, elle retrouve son
activité maximale (Lecroisey et al, 1985). HC est également très stable à haute température : en
dessous de 60°C, après une incubation de 2 heures, aucune perte d’activité n’est constatée.
L’inactivation totale de l’enzyme a lieu lorsque la température est amenée à 75°C pendant 2
heures (Lecroisey et al, 1985). L’HC a un poids moléculaire de 25,23 kDa et sa séquence est de
230 acides α aminés (Lecroisey et al, 1987). Son point isoélectrique est de 4.1 (Lecroisey et al,
1979). L’HC n’a aucune action sur les substrats synthétiques spécifiques des activités
chymotrypsique et trypsique. De même aucune activité de type élastase n’a pu être constatée.
En revanche son activité collagénolytique a été démontrée : elle clive le collagène dans sa
partie hélicoïdale (dans la triple hélice) en deux fragments, N-41 (3/4 de longueur) et 44-C (1/4
de longueur). Elle a également une activité caséinolytique (Lecroisey et al, 1985).
c) Chez Lucilia cuprina
- Mise en évidence des sérine-protéases à activité trypsique et chymotrypsique :
L’aprotinine et le PMSF inhibent l’activité des protéases neutres et alcalines des PES de
L2. Ces inhibiteurs réagissent spécifiquement avec des groupements de type sérine et mettent
ainsi en évidence que ces protéases sont des sérine-protéases (Bowles et al, 1988).
L’enzyme ayant une activité collagénolytique n’est pas inhibée par l’EDTA et n’est donc pas
une métallo-protéase. Elle est identifiée comme une sérine-protéase par les inhibiteurs cités cidessus
(Bowles et al, 1988) et présente de ce point de vue une ressemblance avec l’HC.
Elvin et al, (1994) ont mis en évidence la présence de 125 à 220 gènes différents codant pour
des sérine-protéases.
Sandeman et al, (1990) ont mis en évidence une activité trypsique en analysant par SDSPAGE
les PES après incubation avec le peptide spécifique VALNA. Deux bandes majeures
sont visibles avec comme poids moléculaire 20 et 26 kDa. Les PES provenaient de larves de 48
35
heures post-éclosion qui étaient majoritairement sous forme de L2 et L3. On peut ajouter que la
dégradation de ce peptide met aussi en évidence la présence d’activité de type plasmine au sein
des PES.
- Propriétés biochimiques :
Sandeman et al, (1990) ont incubé des PES de larve de Lucilia cuprina avec un peptide
spécifique de l’activité chymotrypsique : SAPNA. L’analyse par SDS-PAGE montre la
présence d’une bande mineure correspondant à un poids moléculaire de 20 kDa avec les PES
obtenus directement avec des larves 48 heures post-infection. On observe deux bandes
majeures à 20 et 48 kDa et 3 bandes mineures aux environs de 28, 34 et 54 kDa avec des PES
obtenus après 48 heures de culture.
Bowles et al, (1988) ont mis en évidence un pH optimal de 7.0 pour l’activité trypsique
des PES des larves L2. Le nombre d’enzymes à activité trypsique, leur structure ainsi que leurs
propriétés biochimiques n’ont pas fait l’objet d’études approfondies. En s’appuyant sur les
résultats de Sandeman et al, (1990), on peut dire que 2 enzymes à activité trypsique sont
présentes dans les PES des larves L2 et L3 avec comme poids moléculaire 20 et 26 kDa.
Tellam et al, (1994) ont isolé et purifié deux chymotrypsines nommées LCTb et LCTa
des PES de L1. Il n’y a pas de réaction croisée entre ces deux enzymes donc cela amène à
penser qu’elles sont synthétisées par des gènes différents ou alors que ce sont des variants
alléliques. Leur poids moléculaire est voisin de 25 kDa. Casu et al, (1994) ont également
travaillé sur ces deux enzymes. Ils ont confirmé le poids moléculaire de LCTb tandis que celui
de LTCa a changé pour une valeur de 24 kDa. De ces deux enzymes, c’est LCTb qui est
prédominante. Elles sont très instables : LCTa est très sensible à l’autolyse même conservée à
4°C. LCTb est plus stable mais reste sensible notamment lorsque sa conservation dépasse 3 à 4
jours à 4°C. LCTa et LCTb purifiées n’ont aucune action sur le substrat spécifique BAPNA et
donc aucune activité trypsique. LCTb a été séquencée, 255 acides α aminés ont été identifiés.
Cette séquence possède de nombreuses homologies avec la séquence de chymotrypsines à
activité collagénolytique ce qui laisse supposer que LCTb pourrait dégrader le collagène. En ce
qui concerne le pH, Bowles et al, (1988) ont montré que les protéases des PES de L2 ont une
activité maximale pour un pH compris entre 7.0 et 8.0. Ces valeurs sont donc valables pour ces
chymotrypsines.
36
Les enzymes à activité chymotrypsique ne sont sûrement pas toutes identifiées, en effet
Sandeman et al, (1990) ont mis en évidence des enzymes à activité chymotrypsique avec des
poids moléculaires de 20 et 48 kDa notamment.
2.2.4. Lieu de synthèse et évolution au cours des stades larvaires
a) Chez Oestrus ovis
En GS-PAGE, la comparaison des profils de dégradation de la gélatine par les PES avec
le contenu protéique et les protéines membranaires de cellules épithéliales du tube digestif a
révélé une forte homologie. On peut donc en conclure que l’origine des protéases est digestive.
Elles seraient sécrétées par les cellules épithéliales du tube digestif, exportées dans la lumière
et sécrétées sur la muqueuse nasale (Tabouret, 2001).
D’après Tabouret (2001), il n’y a pas de variation qualitative entre le profil des PES de
L1, L2 et L3. Les protéases seraient donc conservées au cours du développement larvaire. Mais
la quantité de protéases libérées in vitro par chacun de trois stades est variable : les larves L1
sécrètent moins de protéases que les larves L2 et L3. Il semblerait donc que la quantité de PES
libérés par les larves augmente avec le degré d’évolution du parasite (Tabouret, 2001).
b) Chez Hypoderma lineatum
D’après Boulard (1969), les trois hypodermines seraient sécrétées pendant la phase
mobile du cycle c’est à dire durant la migration de L1 dans les glandes salivaires. Elles seraient
ensuite réabsorbées avec du tissu conjonctif dégradé, et stockées au sein de l’intestin moyen de
la larve. Elles seraient ensuite excrétées de nouveau pendant la première mue du stade larvaire
L2 immobile.
Le contenu enzymatique entre L1, larve mobile, et L2 et L3, larves immobiles, est
différent (Boulard, 1969). En effet, L1 doit progresser à travers le tissus conjonctif de l’hôte et
accumuler des réserves utilisables pour les stades larvaires suivants. Par conséquent les PES de
L1 ont des concentrations enzymatiques supérieures en collagénases et en protéases notamment
par rapport à L2 et L3.
37
c) Chez Lucilia cuprina
Casu et al, (1996) ont montré par RT-PCR et immunoblotting que l’enzyme à activité
chymotrypsique (LCTb) contenue dans les PES larvaires est une protéase digestive d’origine
intestinale. Elle est synthétisée au sein du cardia, petit organe contenant peu de cellules
sécrétrices (environ 1000) et responsable également de la synthèse du type 2 de la matrice
péritrophique, localisée en avant de l’extrémité postérieure de l’intestin moyen. La synthèse au
niveau de l’intestin postérieur est minime alors qu’il n’y a aucune synthèse au niveau des
glandes salivaires. L’enzyme est exprimée au stade oeuf et durant les trois stades larvaires. Elle
est absente des stades pupe et adulte. Casu et al, (1996) ont aussi montré que le niveau relatif
d’expression cellulaire de LCTb dans chaque stade larvaire est constant, même si les larves
sont de tailles différentes. Il y a deux hypothèses pour expliquer la présence de cette enzyme
dans les PES : soit elle est évacuée avec les déchets, il faut pour cela qu’elle soit produite en
grande quantité et qu’elle soit très stable, soit elle accompagne les régurgitations des
composants intestinaux. Cette dernière supposition serait la plus probable d’autant plus que
l’on a retrouvé une petite quantité de LCTb dans le jabot, organe antérieur au cardia qui ne
synthétise pas l’enzyme (Casu et al, (1996)).
Casu et al, (1994) ont montré que les trypsines étaient les enzymes digestives majeures
de l’intestin. On peut donc penser que tout comme LCTb, les trypsines pourraient être
synthétisées à ce niveau.
Bowles et al, (1988) ont mis en évidence l’absence de différences majeures dans la
composition enzymatique des PES des trois stades larvaires, ce qui est en accord avec les
résultats présentés ci-dessus. De même Skelly et al, (1987) ont constaté que les profils
électrophorétiques des PES de L1 et L2 étaient semblables. On peut conclure d’après ces
résultats que l’équipement enzymatique des larves de Lucilia cuprina reste quasiment identique
au cours des trois stades larvaires. Cependant Young et al, (1996) ont observé des variations au
cours des heures suivant l’éclosion. Une protéase de 28 kDa apparaît une heure après l’éclosion
et disparaît après 3 heures : elle doit avoir un rôle spécifique dans l’éclosion ou le
développement larvaire précoce. De même on trouve des protéases de 32 et 36 kDa uniquement
3 heures post-éclosion ce qui laisse suggérer un rôle important dans la formation de la plaie.
Des modifications enzymatiques sont donc effectuées au cours des premières heures de la vie
38
larvaire. Cette précocité peut expliquer le fait que ces changements n’aient pas été constatés
lors des résultats évoqués ci-dessus.
I.3. Les produits excrétés/sécrétés non enzymatiques
3.1. L’ammoniac
3.1.1. Modalité de l’excrétion
L’excrétion d’ammoniac n’a été constatée que chez Lucilia cuprina.
- Quantité excrétée : Lennox, (1941) montre que 100 larves L1 produisent et excrètent
plus de 80 mg d’azote de l’ammoniac par jour.
- Forme majoritaire excrétée : Lennox, (1941), Guerrini et al., (1988a) montrent que
l’ammonium est excrété majoritairement par les larves sous forme de bicarbonate
d’ammonium (NH4
+ , HCO3
-).
- Devenir de l’ammonium excrété : Visek, (1984) montre qu’une large proportion de
l’ammonium excrété est converti en ammoniac sous la forme lipidique soluble non
ionisée et toxique, NH3 , qui devient ainsi la forme majoritaire sur le site d’infection.
3.1.2. Toxicité de l’ammoniac
- Forme toxique : c’est la forme non ionisée, NH3, qui est la plus toxique de part sa
faculté à pénétrer aisément à l’intérieur des cellules. Il en résulte une augmentation du
pH intracellulaire qui a pour conséquence de modifier la structure des protéines et donc
leur fonction (par exemple l’activité enzymatique), (Guerrini, 1988).
- Hyperammoniémie : Guerrini, (1988) constate une augmentation significative du pH
sanguin, de la concentration en NH4
+ et en NH3 au niveau des jugulaires pendant
l’infestation due aux larves de Lucilia cuprina. De plus, il a montré également une
concentration en NH3 dans les veines qui drainent l’infestation 8 fois supérieure par
rapport à la concentration normale au niveau des jugulaires et des carotides (516 μmol/l
et 58 μmol/l respectivement). Le passage de l’ammoniac dans les fluides corporels
pourrait être facilité par l’inflammation accompagnant l’infestation.
39
- Lésions des organes : Guerrini et al., (1988) montre par autopsie de moutons infestés
avec des larves de Lucilia cuprina une dermatose aiguë sévère, une congestion du foie,
du coeur, des reins, de la rate et des poumons. Des hémorragies ecchymotiques sont
présentes sur le coeur, les reins et les glandes surrénales sur plusieurs moutons infestés.
Au niveau microscopique, on note une vacuolisation pouvant être sévère du système
nerveux central ainsi qu’une infiltration des tissus cutanés, pulmonaires, cardiaques,
rénaux et hépatiques par des cellules mononucléaires, des neutrophiles ou des
lymphocytes.
- « doses létales » : Guerrini, (1988) constate que sur douze moutons infestés par des
larves de Lucilia cuprina, six meurent avec une concentration en NH3 dans le sang
supérieure à 200 μmol/l. Les 6 autres moutons ont maintenu leur concentration en NH3
inférieure à cette concentration seuil et ne sont pas morts.
- Visek, (1984) montre qu’une très légère augmentation de pH entraîne une augmentation
très importante de la toxicité due à l’ammoniac sur les cellules. En effet, nous avons vu
que la forme toxique de l’ammoniac était la forme non ionisée NH3 de part sa faculté à
diffuser à l’intérieur des cellules. Si l’on considère le couple acido-basique (NH4
+, NH3)
la formation de NH3 est bien favorisée par une augmentation de pH (NH4
+ + OH- ↔
NH3 + H2O). De plus Lennox, (1941) a mis en évidence un pH optimum de 8.3 pour
une production optimale d’ammoniac par les larves de Lucilia cuprina.
3.2. La protéine Péritrophine-95 (P-95)
3.2.1. Mise en évidence de P-95 dans les PES de larves de Lucilia cuprina
Tellam et al., (2000) démontre par ELISA et Immuno-blots que des sérums de moutons
infestés naturellement ou artificiellement avec des larves de Lucilia cuprina reconnaissent la P-
95 alors que des sérums de moutons non infestés non. Ainsi il en a conclu que la protéine
stimule la réaction immunitaire de l’hôte et donc qu’elle devait être exposée au système
immunitaire du mouton.
En analysant les produits régurgités/excrétés larvaires par immuno-blots, purification par
immuno-affinité et séquençage amino-terminal, il a mis en évidence la présence d’une forme
soluble monomérique de la protéine P-95.
40
3.2.2. Structure et propriétés physico-chimiques ((Casu et al, (1997), Tellam et al,
(1999)).
La protéine P-95 est une glycoprotéine qui se décompose selon l’ordre suivant (figure 4) :
- D’une séquence signal amino-terminale de 24 acides α aminés.
- De 5 domaines peritrophine-A successifs contenant chacun 60 à 70 acides α aminés et
riches en résidus cystéine. Il y a six résidus cystéine par domaine qui seraient impliqués
dans la formation de trois ponts disulfures intra-domaine. Au sein de cette partie de la
protéine, quatre sites de glycosylations potentielles à partir de liaison amine sont
connus. Ces cinq domaines riches en cystéine permettraient à la P-95 de se lier à
d’autres protéines et à la chitine qui est un constituant de la membrane péritrophique.
- D’une séquence carboxyl-terminale de 139 acides α aminés riche en proline et en
thréonine et ne contenant pas de cystéine. Cette séquence est composée de structures
répétitives de deux types : le type 1 est une structure pentamérique à base de proline,
glutamate et thréonine répétée dix-huit fois, le type 2 est une structure tétramérique à
base de lysine, proline et thréonine répétée quatre fois. L’abondance de proline et de
thréonine au sein de cette séquence offre également des sites de glycosylations
potentielles à partir de liaison carboxyl. Cette dernière séquence est apparentée à la
structure de la mucine des mammifères qui est une glycoprotéine qui assure une
fonction de protection de l’épithélium des voies digestives notamment.
La P-95 a pour poids moléculaire, mesuré par SDS-PAGE, 80kDa, ce qui est contraire à
celui calculé à partir de sa séquence en acides α aminés qui est de 50.1kDa. Ceci peut
s’expliquer par les nombreux oligosaccharides qui peuvent se lier sur les nombreux sites de
glycosylation notamment dans le domaine riche en proline et thréonine.
Le point isoélectrique a été mesuré à 4,5.
En conclusion c’est une protéine avec une structure très complexe et qui présente une
homologie avec la mucine.
41
Figure 4 : Diagramme de représentation de la protéine Péritrophine-95.
: séquence signal Nt
: domaine péritrophine-A
: domaine « mucine-like » riche en thréonine et en proline
3.2.3. Lieu de synthèse et distribution de la protéine
Tellam et al, (2000) ont montré par RT-PCR que l’expression de l’ARNm de P-95 était
réduit au cardia, aucune expression n’ayant pu être décelée en particulier au niveau des glandes
salivaires et de l’intestin moyen. On peut donc en déduire que la P-95 est synthétisée
exclusivement au niveau du cardia. Ce dernier est un petit organe localisé antérieurement à
l’intestin moyen. De plus cette synthèse a lieu pendant tous les stades larvaires mais est absente
des stades oeuf, pupe et adulte.
Tellam et al, (2000) ont localisé par immunofluorescence et immunogold la P-95 au sein
de la matrice péritrophique ou membrane péritrophique (PM), avec une distribution uniforme.
La matrice péritrophique est une membrane semi-perméable constituée de protéines, de
glycoprotéines, de microfibrilles de chitine dans une matrice de protéoglycannes. Elle se
présente sous 2 formes : le type 1 qui est synthétisé à partir de l’épithélium de l’intestin moyen
surtout en réponse à la nourriture et au type d’aliments ingérés, le type 2 qui est synthétisé par
le cardia formant une gaine continue le long de l’intestin toujours présente (Lehane, 1997),
(Eisemann and Binnington, 1994).
Elle compartimente ainsi la lumière intestinale en 2 zones: l’une entre l’épithélium
intestinal et la matrice nommée espace ectopéritrophique et l’autre entre la matrice et la lumière
intestinale nommée espace endopéritrophique (Eisemann and Binnington, 1994).
Périptrophine-95
42
Elle a pour rôle de protéger l’épithélium intestinal moyen des particules abrasives, de
protéger les insectes des invasions, notamment virales, bactériennes et protozoaires, et de
faciliter le processus digestif dans l’intestin (Eisemann and Binnington, 1994).
Pour extraire la P-95 de la PM il faut employer un agent dénaturant très puissant type 6M
urée (Casu et al, 1997). Cette constatation combinée avec sa distribution uniforme au sein de la
membrane laisse supposer que la P-95 a un rôle structural au sein de cette dernière. La P-95
aurait son domaine riche en proline et thréonine exposé à l’extérieur de la matrice avec pour
rôle de lubrifier les aliments pour permettre la progression au sein du tube digestif (figure 5).
Tandis que l’ensemble des cinq domaines serait à l’intérieur de la matrice et interfèrerait
notamment avec le réseau de chitine de la PM ce qui déterminerait la taille des pores et donc la
perméabilité de la membrane (Casu et al, 1997), (Tellam et al, 1999).
Figure 5 : Disposition de la Péritrophine-95 au sein de la Membrane Péritrophique
L’hypothèse évoquée par Tellam et al, (2000) pour expliquer la présence de cette protéine
dans les régurgitations/excrétions larvaires serait que la P-95 soluble monomérique participerait
à une phase de maturation de la membrane péritrophique. La P-95 soluble viendrait se lier à
43
une membrane péritrophique immature dans le but de favoriser l’incorporation de composants
dans la matrice telle que les fibrilles de chitine et cela grâce au cinq domaines péritrophine-A.
Une partie des protéines solubles utilisées pour la phase de maturation serait ainsi excrétée
accidentellement.
3.3. Les PES synthétisés dans les glandes salivaires
Tabouret et al., (2001) ont isolé et purifié par chromatographie d’échange d’ions un
complexe protéique de 28 kDa synthétisé dans l’anneau des glandes salivaires des larves L2 et
L3. L’analyse par Western-blotting montre que la bande obtenue par électrophorèse qui
caractérise ce complexe protéique est en fait un ensemble complexe de protéines avec un poids
moléculaire compris entre 24 et 29 kDa. Ce complexe protéique est retrouvé majoritairement
dans les glandes salivaires et les PES et en petite quantité dans le contenu du tube digestif. Il
existe une autre protéine majeure de 39 kDa (SDS-PAGE) retrouvée dans les glandes salivaires
mais aussi dans les PES, l’extrait brut de L2 mais pas dans le contenu du tube digestif. Par
Western-blots, le contenu des glandes salivaires et les PES se sont révélés être les plus
antigéniques. Ces résultats diffèrent cependant de ceux de Innocenti et al., (1995) qui avait
identifié par SDS-PAGE des protéines de poids moléculaire 15, 18 et 23 kDa issues des
glandes salivaires et retrouvées dans les PES des larves. On peut penser que la protéine
identifiée à 23 kDa fait partie du complexe protéique évoqué ci-dessus. En revanche les deux
autres valeurs ne correspondent pas. Ces protéines synthétisées au sein des glandes salivaires
sont donc identifiées comme des PES larvaires et plus particulièrement des PES de L2 et L3.
Cependant leur fonction biologique reste indéterminée et il n’y a pas de références
bibliographiques disponibles à ce sujet. Il faudrait donc les séquencer afin de la déterminer.
Mais le complexe de 28 kDa est très immunogène donc en contact avec le système immunitaire
de l’hôte. De plus il n’intervient dans aucune fonction digestive larvaire. Par conséquent on
peut se demander s’il n’est pas un complexe protéique de défense du parasite contre la réponse
immunitaire de l’hôte ou s’il n’appartient pas à un système antioxydant.
44
I.4. Bilan
Tableau 4 : Les PES larvaires : synthèse.
Nature des
PES
Espèce
considérée
Activité, rôle
Poids
moléculaires
Lieu de
synthèse
chymotrypsique 20, 24, 29 Tube digestif
Oestrus ovis
Trypsique 69 Tube digestif
Trypsique
(HA, HB)
HA : 27
HB : 23
Glandes
Hypoderma salivaires
lineatum Collagénolytique
(HC)
HC : 25.23
Glandes
salivaires
trypsique 20, 26 Tube digestif
Protéases
Lucilia cuprina Chymotrypsique
(LTCb, LTCa)
LCTb : 25
LCTa : 24
20, 48
Tube digestif
(cardia)
Protéines Oestrus ovis Indéterminée
15, 18,
28 (24-29), 39
Glandes
salivaires
Pértrophine-95 Lucilia cuprina
Intégrité de la
Matrice
Péritrophique
80 Cardia
Ammoniac Lucilia cuprina
Immunomodulation
(NH4
+ , HCO3
-)
Indéterminé
Les PES de chacune des espèces de Diptères considérées montrent des similarités notamment
en ce qui concerne les protéases (tableau 4). On retrouve les mêmes activités et les lieux de
synthèses sont identiques pour Lucilia cuprina et pour Oestrus ovis. La comparaison des poids
moléculaires n’éclaire pas la recherche du rôle du complexe protéique de 28 kDa. En effet, la
protéine qui s’en rapprocherait le plus serait l’HA qui a un poids moléculaire de 27 kDa et qui
est également synthétisée dans les glandes salivaires. Si on fait l’hypothèse d’un parallèle entre
ces deux protéines, l’Ag de 28 kDa serait une protéase à activité trypsique. Cependant cette
hypothèse est peu probable car d’une part ce dernier a été identifié par Innocenti et al., (1995)
45
comme étant très immunogène et d’autre part Kumar, (1993) a montré que les protéases étaient
des molécules peu immunogènes.
Nous avons pu également remarquer que la nature des PES quelle que soit l’espèce de
larve variait très peu d’un stade larvaire à l’autre, contrairement à la quantité de protéases, qui
augmente avec l’évolution des stades larvaires en relation sûrement avec des besoins larvaires
croissants.
En ce qui concerne les protéines incorporées à la matrice péritrophique et excrétées par
les larves, seules des recherches avec Lucilia cuprina ont été réalisées. C’est donc un domaine
à explorer particulièrement pour Oestrus ovis dont l’intestin est lui aussi bordé par une
membrane péritrophique.
Nous allons à présent nous intéresser aux rôles de ces PES dans le développement
larvaire et notamment leur implication dans la modulation de la réponse immunitaire de l’hôte
et dans les mécanismes de nutrition larvaire.
46
47
II. Rôle des PES dans le développement larvaire
Les PES occupent une place prépondérante dans le développement larvaire. Ils
interviennent notamment dans la protection des larves vis à vis du système immunitaire de
l’hôte et dans la nutrition larvaire. Ils facilitent également l’établissement des larves, leur
migration et la formation de lésions.
II.1. Protection vis à vis du système immunitaire de l’hôte
1.1. Clivage des IgG et des IgA
Les IgG ont une structure tétracaténaire c’est à dire formée de quatre chaînes
polypeptidiques : deux chaînes de poids moléculaires de 52 kDa qui sont nommées chaînes
lourdes ou chaînes H (pour Heavy) et deux chaînes moléculaires de 23 kDa nommées chaînes
légères ou chaînes L (pour Light). Les chaînes H et L sont identiques deux à deux. L et H sont
unies par un pont disulfure et les deux chaînes H sont unies par des ponts disulfure de nombre
variable. De plus des liaisons non covalentes renforcent la structure. Les extrémités NH2-
terminales de L et H constituent le site anticorps qui est la partie capable de reconnaître le
déterminant antigénique. Les deux sites anticorps sont identiques entre eux. Une IgG possède
toujours un minimum de deux sites anticorps.
Une IgG peut être attaquée par des enzymes protéolytiques (trypsine ou papaïne) qui
clivent les chaînes en divers endroits (figure 6). On obtient ainsi trois fragments : deux
fragments identiques entre eux qu’on appelle Fab (pour Ag binding), et un troisième fragment
qui peut être obtenu à l’état cristallisé, d’où son nom : Fc.
Le fragment Fab peut reconnaître un déterminant antigénique tandis que le fragment Fc
possède des propriétés effectrices. Les IgG peuvent se fixer au C1 du complément et donc
l’activer via la voie classique. Elles peuvent aussi se lier à des récepteurs cellulaires engendrant
48
une promotion de la phagocytose par les polynucléaires et les macrophages appelée
opsonisation, phénomène de cytotoxicité dépendant des anticorps.
D’autres enzymes peuvent attaquer les IgG comme par exemple la pepsine. Dans ce cas,
cette attaque donne naissance à un gros fragment qui porte les deux sites anticorps. Il est donc
bivalent et porte le nom de F(ab’)2 (ab’ car il ne correspond pas vraiment à 2 Fab). Le reste de
la molécule, le fragment Fc, est fragmenté en de nombreux petits polypeptides.
L’IgG est principalement retrouvée dans le sérum sous forme monomérique où sa
concentration est voisine de 10 à 20 mg/ml.
L’IgA a une structure type équivalente à celle des IgG, par contre on peut la retrouver
dans le sérum sous forme monomérique ou dimérique. Dans ce cas, c’est une chaîne J qui
assure la fonction. Dans les sécrétions, ce dimère est uni par un composant sécrétoire dont le
rôle présumé est de permettre à l’IgA de joindre les organes sécréteurs et de la protéger contre
les enzymes protéolytiques sécrétées. L’IgA n’est pas capable de fixer le C1 et donc ne peut
pas activer le complément (Bachet et Lesavre, (1991)) et n’entre pas non plus dans les
mécanismes de cytotoxicité cellulaire dépendant d’anticorps.
Figure 6 : Structure d’une immunoglobuline
49
1.1.1. Mise en évidence de l’activité protéasique des PES sur les IgG et les IgA
a) Chez Oestrus ovis
L’immunoglobuline G utilisée est un anticorps monoclonal de rat, de type IgG1. Les
immunoglobulines A utilisées sont d’origine humaine. Elles sont mises en contact avec les PES
de L1 et de L3 puis on analyse par électrophorèse SDS-PAGE en conditions réductrices. Le
profil de migration de la solution d’IgG1 témoin montre 3 bandes d’environ 25, 50 et 75 kDa.
Après 12 heures de contact, les bandes 75 et 50 kDa disparaissent du profil de migration.
Le profil de migration de l’IgA révèle 3 bandes d’environ 85, 55 et 25 kDa. Après un contact
de 12 heures, les bandes de 85 et 55 kDa disparaissent.
Les bandes de 75 kDa de l’IgG et de 85 kDa de l’IgA correspondent très certainement à
l’association d’une chaîne légère de 25 kDa et d’une chaîne lourde de 50 kDa pour l’IgG et de
55 kDa pour l’IgA. Ainsi les PES clivent la chaîne lourde des IgG et des IgA et laissent la
chaîne légère intacte. On a donc la formation de deux fragments : F(ab’)2 qui conserve le site
de liaison aux antigènes et Fc conservé.
b) Chez Hypoderma lineatum
Pruett, (1993) a incubé l’hypodermine A purifiée avec des IgG de bovins, moutons et de
lapins. Les résultats sont analysés par SDS-PAGE en conditions non réductrices. Il apparaît que
l’HA clive l’IgG bovine en deux fragments : le fragment F(ab’)2 et le fragment Fc qui reste
intact. Il en ressort que les deux chaînes légères doivent rester intactes tandis que les deux
chaînes lourdes sont clivées à la jonction Fc-F(ab’)2. Cette attaque est comparable à celle
générée avec la pepsine. Ceci est en contradiction avec l’activité trypsique de l’hypodermine A.
Cependant dans l’attaque de la pepsine, le fragment Fc est dégradé en de nombreux
polypeptides tandis qu’avec l’HA il est conservé. Comme elle dégrade également les IgG des
autres espèces à des degrés différents, on peut conclure que l’HA n’est pas spécifique des IgG
d’origine bovine.
50
c) Chez Lucilia cuprina
Sandeman et al., (1995) a réalisé des expériences sur des moutons immunisés avec de
l’ovalbumine, puis infestés avec des larves de Lucilia cuprina dans le but d’étudier les
immunoglobulines anti-ovalbumine, leur dégradation dans le sérum et dans l’exsudat des plaies
de la myiase. Les exsudats sont analysés par SDS-PAGE et la dégradation des IgG par
immunoblotting. Les anticorps monoclonaux mesurent la quantité d’IgG intactes dans l’exsudat
tandis que les anticorps anti-IgG polyclonaux mesurent la quantité d’IgG intactes et d’IgG
dégradées. Les résultats montrent que 60% des IgG dans l’exsudat sont dégradées six heures
après infestation. Ces résultats sont confirmés par des travaux in vitro qui montrent la
dégradation des anticorps de moutons par des enzymes larvaires de Lucilia cuprina.
Le suivi des produits issus de la dégradation des IgG par les PES des larves de Lucilia
cuprina par immunoblotting montre que ces produits sont les mêmes que ceux obtenus en
présence de chymotrypsine et de trypsine bovine. Cela laisse supposer que ce sont les protéases
des PES à activité trypsique et chymotrypsique qui sont responsables de cette dégradation.
1.1.2. Conséquence pour le système immunitaire
a) Chez oestrus ovis
L’activité protéasique a été mesurée sur des IgA humaines d’origine sérique. Or ce sont
majoritairement les IgA sécrétoires qui arrivent au contact du parasite car elles possèdent une
pièce sécrétoire, synthétisée par les plasmocytes sous-épithéliaux, qui facilite leur transport au
travers de la barrière et les protège de la protéolyse. Mais une très faible proportion d’IgA
d’origine plasmatique peut transsuder du plasma ou être transportée via des mécanismes
sécrétoires annexes et arriver au contact des larves. Les IgG sont peu présentes dans les
sécrétions du tractus intestinal mais très abondantes dans celles du tractus respiratoire. Elles
transsudent probablement hors du plasma et viennent au contact du parasite. Ce phénomène
s’accentue fortement dans les sites inflammatoires comme dans le cas de l’oestrose ovine.
En détruisant les anticorps, le parasite empêche leur fixation dans des régions
anatomiques sensibles telles que les plaques stigmatiques (respiration) ou encore la zone péri51
orale (nutrition) et inhibe l’avènement des mécanismes cellulaires dépendants d’anticorps à sa
surface (ADCC) ainsi que l’opsonisation (figure 7).
Larves d’Oestrus ovis
Dégradation
IgG plasmatique IgA sécrétoires
(majoritaires) et
plasmatiques
• Absence de fixation des Ac sur les plaques
stigmatiques et en région péribuccale
• Inhibition de l’ADCC et de l’opsomisation
Figure 7 : Activité protéasique des PES sur les IgG et les IgA et conséquences pour le système immunitaire.
b) Chez Hypoderma lineatum
L’activité protéasique de l’hypodermine A est dirigée uniquement contre l’IgG
contrairement aux protéases d’Oestrus ovis. Cependant, les conséquences sur le système
immunitaire sont similaires à celles d’Oestrus ovis. La dégradation des IgG en deux fragments
leur fait perdre leurs propriétés effectrices : elles ne peuvent plus activer le complément ni
participer aux phénomènes de cytotoxicité cellulaire dépendant d’anticorps. Le fragment
F(ab’)2 conserve quant à lui sa capacité à se lier aux antigènes. C’est donc un moyen
d’échapper aux réactions immunitaires spécifiques de l’hôte (Pruett, 1993).
52
c) Chez Lucilia cuprina
L’activité protéasique des PES des larves de Lucilia cuprina envers les IgG localisées
dans l’exsudat de la plaie occasionnée par la myiase, entraîne une perte de leur fonction
effectrice comme pour les deux myiases citées ci-dessus et donc diminue la capacité des
anticorps à attaquer les larves. Mais cette dégradation ne condamne pas leur activité
antigénique. Si le fragment Fab ou la chaîne lourde variable sont conservés, les IgG dégradées
restent capables de se lier à leur antigène. Ces anticorps plus petits que l’on peut nommer des
fragments d’anticorps auront une application vaccinale que nous verrons dans la prochaine
partie. En effet, de par leur petite taille, ces fragments d’anticorps peuvent passer à travers la
matrice péritrophique et ainsi atteindre d’autres cibles, d’autres antigènes et donc étendre les
cibles vaccinales.
1.2. Action sur le complément
Le complément représente avec les anticorps, l’élément essentiel du système humoral de
la défense contre les agents infectieux. Il est constitué d’une vingtaine de protéines circulantes
capables d’interagir avec certaines membranes biologiques. L’activation en cascade de ses
différents composés est à l’origine de l’apparition d’activités biologiques variées amenant à la
lyse cellulaire, bactérienne ou virale. Elle entraîne également le recrutement et l’activation de
nombreux effecteurs cellulaires, notamment en provoquant la production d’histamine par les
mastocytes et en stimulant le chimiotactisme et la phagocytose des polynucléaires. Ce système
est à la charnière entre l’immunité spécifique et l’immunité non spécifique, car l’activation du
complément peut être déclenchée par certaines bactéries, parasites, virus ou par la formation
d’immuns complexes sécrétés par le système immunitaire spécifique.
Le système « complément » peut être opérationnellement divisé en trois unités : deux
unités de reconnaissance conduisant à des activations parallèles mais distinctes et une unité
effectrice terminale commune. La voie classique est activée par les anticorps combinés à
l’antigène. Elle ne se met donc en oeuvre qu’en présence d’anticorps. La voie alterne est activée
directement par certains polysaccharides bactériens en l’absence d’anticorps. Elle constitue un
moyen de défense anti-infectieux immédiat, en place avant même le développement d’une
immunité spécifique.
53
La protéine C3 est au carrefour des deux voies. Elle entre dans la cascade d’activation de
la voie classique et dans l’activation de la voie alterne. Mais dans ce second cas, l’activation est
effectuée par une stimulation directe de C3 sans l’activation préalable des facteurs C1, C2 et
C4 comme dans la voie classique (Bach et Lesavre, 1991).
1.2.1. Clivage de la protéine C3 du complément par les PES des larves
d’Hypoderma lineatum.
Boulard et al., (1984) ont testé l’aptitude des 3 sérine-protéases HA, HB, HC des larves
L1 d’Hypoderma lineatum à réduire l’activité du complément sérique de bovins naïfs ou
préalablement immunisés. Ils ont montré sur les bovins naïfs, une diminution de l’activité du
complément initiée par HB à travers la séquence C1-C3 avec une concentration en HB de
5μg/ml de sérum, et par HA sur la séquence C3-C9 à une concentration de 150μg/ml de sérum.
HC, qui a une activité collagénolytique, n’a pas d’activité anti-complément. Cette diminution
du complément s’effectue donc à travers les deux voies d’activation du complément : la voie
classique et la voie alterne.
Ces travaux ont été poursuivis par Boulard, (1989). Les enzymes purifiées d’Hypoderma
lineatum sont soumises à une expérience visant à évaluer leur activité protéolytique sur la
protéine C3 de bovin dans un sérum de bovin normal. Les produits de clivage obtenus avec les
sérine-protéases (HA, HB, HC) sont analysés par électrophorèse dans un gel SDS
polyacrylamide suivi d’un immunoblotting.
Les résultats ont montré que l’attaque enzymatique était initiée sur la chaîne
polypeptidique alpha de la protéine C3 par HA à la concentration de 1μg/ml de sérum de 24
heures et par HB à la concentration de 5μg/ml de sérum de 24 heures. Les peptides générés
diffèrent par la taille moléculaire des produits obtenus par la dégradation naturelle de C3 dans
un sérum de contrôle contenant des enzymes physiologiques. On peut donc en déduire que le
clivage de C3 par les enzymes des larves d’Hypoderma lineatum entraîne une inactivation de la
protéine et de ces fragments naturellement clivés. Il a constaté que l’HA à la concentration de
1μg/ml clive également la chaîne bêta de C3. Pour une concentration de 5μg/ml, HA entraîne
une dégradation totale de C3. Comme dans les résultats présentés ci-dessus, HC ne montre
aucune activité anti-complément dans un sérum normal.
Enfin Baron, (1990) a complété ces travaux. Il a montré également que l’HA et l’HB
étaient efficaces pour dégrader la chaîne alpha de la protéine C3 purifiée à une concentration de
54
1μg/ml. Il a aussi mis en évidence que pour une concentration de 50 μg/ml, l’HA dégrade
totalement les deux chaînes de C3. Ce résultat et celui concernant la valeur de la concentration
en HB nécessaire au clivage de la chaîne alpha diffèrent de ceux obtenus par Boulard, (1989) et
présentés ci-dessus. Ceci est peut-être en relation avec le fait que les expériences de Boulard se
sont déroulées avec du sérum de bovin tandis que Baron a travaillé avec une protéine C3
purifiée. L’HB ne clive pas dans cette étude la chaîne bêta de C3.
1.2.2. Bilan
Les sérine-protéases HA et HB engendrent un clivage de la protéine C3 du complément
sur du sérum de bovins naïfs : elles sont toutes les deux capables de cliver la chaîne alpha de la
protéine. En revanche, seule l’HA semble en mesure de pouvoir cliver la chaîne bêta. De même
la dégradation totale de la protéine n’est constatée qu’en présence de l’HA. Cette action est
dose-dépendante. Les concentrations en HA et HB lors des expériences reflètent les
concentrations in vivo auxquelles la protéine bovine C3 doit faire face lors d’infestation à
Hypoderma lineatum. Par conséquent, on met bien en évidence le rôle immunomodulateur des
hypodermines A et B par action sur le complément. C’est une stratégie du parasite pour
échapper aux réactions de défense de l’hôte notamment aux réponses immunitaires spécifiques
et non spécifiques. Cette dégradation de la protéine C3 entraîne une diminution de la réponse
inflammatoire autour de la larve migrante qui peut ainsi échapper à la réponse immunitaire non
spécifique d’un hôte non exposé antérieurement. Ce déficit de la réponse inflammatoire autour
de la larve en migration sur des bovins non exposés aux parasites avait déjà était remarqué par
Nelson et Weintraub, (1972). Il faut également remarquer que dans chacune des expériences,
l’HC n’a montré aucune activité.
55
1.3. Action sur la prolifération lymphocytaire
1.3.1. Facteurs immunologiques
a) Les mitogènes
Ce sont des substances qui activent les lymphocytes indépendamment de leur spécificité
pour l’antigène. Cette activation conduit à la différenciation et à la multiplication des cellules
immunocompétentes. En effet les mitogènes sont capables d’activer une cellule jusqu’à la
mitose. Au sein des mécanismes immunitaires, on les nomme aussi activateurs polyclonaux. Ils
sont produits par les lymphocytes T auxiliaires qui stimulent les LT dans le cadre de la
coopération LT-LB avec pour but l’activation des LB. On peut citer par exemple la
concanavaline A (Bach et Lesavre, 1991).
b) Les molécules membranaires
Sur les différentes cellules actrices de la réponse immunitaire sont localisés des
récepteurs membranaires. Parmi eux, on trouve des protéines appartenant au CMH I qui sont
localisées sur toutes les membranes des cellules nucléées, et des protéines appartenant au CMH
II qui sont localisées uniquement aux lymphocytes, et aux cellules présentatrices d’antigène
dans le cas des cellules jouant un rôle dans la réponse immunitaire. Ces cellules pourvues à leur
surface des molécules de classe I ou de classe II vont avoir pour rôle de présenter un antigène
remanié aux lymphocytes T et déclencher ainsi une réponse immunitaire spécifique. Si la
cellule de classe II présentatrice de l’antigène est un LB alors il y aura différenciation du LT en
Lta2 (Lymphocyte T auxiliaire 2) qui engendrera une multiplication des LB et leur
différenciation en plasmocytes, cellules sécrétrices des anticorps reconnaissant l’antigène
présenté par les LB (Bach et Lesavre, 1991).
A la surface des LT sont localisés des antigènes de différenciation séparés en plusieurs
classes, par exemple CD4 pour Cluster of Differenciation de classe 4. Ces antigènes ont pour
certain d’entre eux un rôle bien défini : les CD4 et les CD8 participent à la liaison entre les
cellules T et les protéines membranaires du complexe majeur d’histocompatibilité (classe I
pour CD8 et classe II pour CD4) impliquées dans la reconnaissance de l’antigène. D’autres
molécules telles que le CD2 sont responsables d’adhésion cellulaire et d’activation des LT
56
indépendamment du récepteur T. Le CD18 réparti à la surface des leucocytes et des phagocytes
interagit quant à lui avec le récepteur du complément CR3 (Bach et Lesavre, 1991).
c) L’interleukine 2 ou IL-2.
C’est une cytokine synthétisée principalement par les lymphocytes T auxiliaires (LTa).
Sa production nécessite l’intervention de deux signaux : le premier est l’antigène lui-même
présenté aux cellules T CD4+ productrices d’IL-2 en association avec les antigènes du
Complexe Majeur d’Histocompatibilité de classe II (CMHII), le second est l’IL-1.
L’IL-2 induit la prolifération des cellules T (c’est un facteur de croissance des cellules T
activées) après s’être fixée sur un récepteur membranaire de forte affinité. L’expression du
récepteur de l’IL-2 à la surface des cellules T est transitoire et nécessite l’activation des cellules
par un antigène ou un mitogène. Elle est aussi responsable de l’induction de la production
d’autres cytokines, elle peut augmenter l’activité des cellules NK (Natural Killer) et LAK
(Lymphokine Activated Killer). Elle a un rôle dans la prolifération des Lymphocytes B qui
présentent un récepteur pour l’IL-2 à leur surface et elle agit sur les monocytes et les
macrophages pour renforcer leur pouvoir de destruction des substances étrangères ingérées
(Bach et Lesavre, 1991).
1.3.2. Inhibition de la prolifération lymphocytaire en réponse aux mitogènes
a) Chez Oestrus ovis
Les lymphocytes circulants ont été cultivés. Leur prolifération a été induite par addition
de concanavaline A. Les lymphocytes ont ensuite été stimulés avec les PES de chaque stade
larvaire à concentration croissante. Soixante-cinq heures post-stimulation, la prolifération
cellulaire a été mesurée à l’aide d’un kit colorimétrique mesurant la quantité de cellules viables
en prolifération. Les résultats montrent que les lymphocytes, provenant d’animaux indemnes
d’Oestrus ovis, ont proliféré en présence de Concanavaline A. La prolifération des cellules,
malgré la présence de concanavaline A, a été inhibée de 23% par les PES de L1 et de 16.4%
par les PES de L2. Les PES de L3 n’ont pas modifié la prolifération des lymphocytes induite
par la Concanavaline A (environ 3.8%) (Tabouret, 2001).
57
b) Chez Hypoderma lineatum
Boulard et Chabaudie, (1992) ont réalisé des expériences visant à évaluer l’effet de
l’hypodermine A sur la réponse immunitaire cellulaire in vitro et in vivo. La prolifération
lymphocytaire bovine a été stimulée avec les mitogènes phytohémagglutinine (PHA),
concanavaline A (ConA) et pokeweed mitogène (PWM) ou avec l’antigène HA. In vivo,
l’administration de HA a été réalisée sur des bovins naïfs et pré-infestés pour évaluer la
sensibilité des lymphocytes périphériques sanguins aux antigènes et aux mitogènes. Ils ont
observé une diminution de la prolifération des lymphocytes en réponse aux mitogènes sur les
bovins naïfs comme sur les bovins immunisés. Cette activité inhibitrice a été constatée pendant
le temps d’administration de HA seulement. Ces résultats sont similaires avec ceux présentés
ci-dessus pour Oestrus ovis. En revanche, dans ce cas-ci, l’HA a de plus engendrée une forte
inhibition de la prolifération lymphocytaire induite à la PHA, qui est un inducteur de la
prolifération des LT, in vivo et in vitro. Après induction au PWM, qui est un inducteur de la
prolifération des LB, et en contact avec l’HA, les lymphocytes ont proliféré. L’ensemble de ces
résultats montre que l’HA réduit de façon significative la réponse immunitaire spécifique et
empêche le développement des mécanismes de mémoires immunitaires.
Chabaudie et Boulard, (1993) ont montré in vitro et in vivo que l’hypodermine C ne
modifiait pas la réponse proliférative des lymphocytes de bovins, immunisés ou non.
c) Chez Lucilia cuprina
Kerlin, (1993) a réalisé des expériences où il a mis en évidence que les PES des larves de
Lucilia cuprina inhibaient significativement la prolifération des leucocytes sanguins
périphériques stimulés par des mitogènes in vitro. Les effets immunosuppresseurs des PES ont
également été observés in vivo. Des moutons ont reçu une injection de myoglobine simple ou
associée à des PES. On a mesuré les concentrations d’anticorps anti-myoglobine dans leur
sérum : ils se sont révélés très faibles dans le cas des moutons ayant reçu des PES par rapport à
ceux n’ayant reçu qu’une injection seule de myoglobine. L’effet inhibiteur sur la prolifération
lymphocytaire est bien un mécanisme qui a lieu in vivo lors d’une infestation aux larves de
Lucilia cuprina. Il facilite la survie du parasite en inhibant la réponse immunitaire de l’hôte.
58
1.3.3. Action sur les molécules membranaires
a) Chez Oestrus ovis
L’inhibition de la prolifération lymphocytaire provoquée par les PES de L1 et L2,
pourrait être le fait de l’activité des sérine-protéases contenues dans les PES sur l’expression
des marqueurs de surface lymphocytaires impliqués dans la prolifération de ces cellules comme
c’est le cas dans l’hypodermose (Moiré et al, 1997).
b) Chez Hypoderma lineatum
Moiré et al, (1997) ont étudié les effets de l’HA sur les marqueurs cellulaires de surface
des lymphocytes bovins. Pour cela, ils ont utilisé des anticorps monoclonaux colorés
spécifiques des antigènes de différenciation des lymphocytes bovins. En présence de l’HA, la
coloration des anticorps anti-BoCD2 et CD5 disparaît totalement tandis que celle des anticorps
anti-BoCD4, CD8 et CD18 est seulement réduite. Ils ont ainsi mis en évidence le clivage à des
degrés différents des marqueurs cellulaires de surface des lymphocytes bovins par l’HA. Ces
résultats sont confirmés par les faits suivants : un traitement à la chaleur ou avec le PMSF qui
inhibe l’activité protéasique de l’HA permet de maintenir l’intégrité de la structure des
antigènes de surface. Cette action est réversible et la concentration en HA nécessaire est de 100
μg/ml.
Ainsi l’activité enzymatique de l’HA sur les marqueurs de surface des lymphocytes peut
être impliquée dans l’inhibition de la prolifération lymphocytaire comme le laisse suggérer les
rôles de ces derniers. Sans CD4 et CD8, la reconnaissance de l’antigène présenté par les
cellules de classe I ou de classe II n’est plus possible et donc le développement des réponses
immunitaires à médiation cellulaire et humorale également.
c) Chez Lucilia cuprina
Kerlin, (1993) a constaté que la suppression de la prolifération des leucocytes sanguins n’
était pas due à des dégradations irréversibles puisque les cellules cultivées pendant 24 heures
avec de fortes concentrations en PES apparaissaient viables et que leur prolifération ne variait
pas après un lavage et donc après la disparition des PES. De plus la suppression induite par les
PES a pu être surmontée en augmentant la concentration en mitogènes.
59
D’autres expériences in vitro ont montré que l’activité inhibitrice des PES était labile à la
chaleur et sensible aux traitements contenant de la trypsine. Il en ressort que les protéases
contenues dans les PES des larves sont sûrement responsables de cette activité inhibitrice.
L’hypothèse retenue serait que les molécules du complexe d’histocompatibilité de classe
II seraient clivées par ces protéases. Il en résulterait, d’après le rôle de ces molécules évoqué
précédemment, une impossibilité ou une diminution des présentations d’antigènes aux
lymphocytes T auxiliaires et donc une inhibition de la réaction immunitaire à médiation
cellulaire et également humorale, puisque ces lymphocytes participent à la différenciation des
Lymphocytes B en plasmocytes producteurs d’anticorps.
1.3.4. Action sur la production d’IL-2
Nicolas-Gaulard et Moiré, (1995) ont étudié l’influence de l’HA sur la production d’IL-2.
Ils ont observé que l’HA réduisait de façon importante la production d’IL-2 dans des cultures
de cellules mononucléaires sanguines périphériques bovines stimulées par la PHA. D’autre
part, en présence de l’indométhacine, qui est un inhibiteur de la synthèse des prostaglandines,
l’effet immunosuppresseur de l’HA sur la prolifération des cellules mononucléaires disparaît.
On observe également une augmentation de la concentration en prostaglandines PGE2
synthétisées par les macrophages au sein de cultures de cellules mononucléaires périphériques
ou de monocytes incubés avec de l’HA.
Il apparaît d’après ces résultats que l’HA entraîne une diminution de la production d’IL-2
à travers une voie prostaglandine-dépendante. Cette action visant à diminuer la quantité d’IL-2
produite se répercute notamment sur la prolifération des lymphocytes T et des lymphocytes B
portant un récepteur à IL-2 où l’IL-2 intervient de manière conséquente.
Lors de ces expériences, ils ont aussi constaté que l’HA inhibait la prolifération des
cellules mononucléaires périphériques sanguines induite par la PHA et que cette inhibition était
meilleure lorsqu’on préincubait les cellules avec l’HA avant l’activation par le mitogène. Cela
suggère que l’HA peut affecter l’engagement du lymphocyte dans le phénomène de
blastogenèse pendant les stades précoces de son activation.
60
1.4. Rôle immunosuppresseur de l’ammoniac
Guerrini, (1997) a montré que les larves de Lucilia cuprina excrètent du bicarbonate
d’ammonium (HCO3
-, NH4
+) qui est immunosuppresseur. Sur douze moutons infestés, il a
observé une augmentation de la concentration en ammoniac jugulaire (NH3) de 3.5 à 5.6 fois
au-dessus des concentrations initiales avant infestation. Cette augmentation est corrélée avec
une augmentation du nombre de larves, une augmentation de la surface d’infestation, une mort
précoce, une neutropénie, une éosinopénie et une lymphocytopénie. On constate également une
très forte diminution des globulines séreuses et une très forte augmentation des neutrophiles
toxiques.
La neutropénie et l’éosinopénie peuvent s’expliquer de la façon suivante : les surrénales
ovines sont intensément activées par des augmentations très légères en ammoniac (Visek,
1984). Dans le cas d’une infestation aux larves de Lucilia cuprina, l’augmentation en
ammoniac est très importante comme nous venons juste de le souligner. Par conséquent
l’activation des surrénales sera exacerbée. Cette activation est en faite une réponse
physiologique et a pour conséquence une augmentation de synthèse du cortisol qui est
responsable d’une neutrophilie mature transitoire et d’une éosinopénie.
De plus, l’apparence des neutrophiles toxiques montre que l’ammoniac agit directement
et de façon dommageable sur les cellules blanches ovines.
Il serait donc souhaitable de neutraliser l’ammoniac excrété par les larves dans l’optique
d’une immunisation efficace contre Lucilia cuprina.

PARTIE 2

1.5. Bilan
Les larves sont toutes capables d’inhiber la réponse immunitaire de l’hôte et donc de
promouvoir leur développement. Cette inhibition est aussi bien dirigée contre la réponse
immunitaire non spécifique (c’est le cas des larves d’Hypoderma lineatum qui clivent la
protéine C3 du complément et ont donc une activité anti-inflammatoire), que contre la réponse
immunitaire spécifique qui fait intervenir les anticorps ou immunoglobulines et les
lymphocytes notamment. Dans ce dernier cas, chaque espèce de larve est notamment capable
de cliver les IgG et d’inhiber la prolifération lymphocytaire. Il faut remarquer que seule
l’hypodermine A et l’hypodermine B ont une capacité anti-inflammatoire. L’hypodermine C
n’a aucune activité immunomodulatrice du fait, en partie, de son activité collagénolytique.
61
Les différentes stratégies employées par chacune des larves pour échapper à la réponse
immunitaire de l’hôte sont résumées dans le tableau 5.
Tableau 5 : Propriétés immunomodulatrices des PES larvaires
Espèce considérée Produits larvaires
excrétés Mode d’action Conséquence pour le
système immunitaire
Clivage d’IgG et IgA
Perte des fonctions
effectrices (ADCC,
opsonisation)
Oestrus ovis
Protéases à activité
trypsique et
chypmotrypsique
Clivage des
marqueurs de surface
cellulaire des
lymphocytes
Inhibition de la
prolifération des
lymphocytes
HA et HB Clivage de C3
Inhibition de la
réponse
inflammatoire
Clivage d’ IgG
Perte des fonctions
effectrices (ADCC,
opsonisation)
Diminution de la
production d’IL-2
In vitro, altération de
la blastogénèse des
lymphocytes dans les
stades précoces
Hypoderma lineatum
HA
Clivage des antigènes
de différenciation
CD2, CD4, CD5
CD8, CD18
Inhibition de la
prolifération des
lymphocytes
Clivage d’IgG
Perte des fonctions
effectrices (ADCC,
Protéases à activité Opsonisation)
trypsique et
chypmotrypsique Clivage des antigènes
du CMH II
Inhibition de la
prolifération des
Lucilia cuprina lymphocytes
Ammoniac sous
forme non ionisé
(NH3)
Activation des
surrénales, sécrétion
de cortisol
Dégradation des
cellules blanches
Réduction des
neutrophiles,
éosinophiles et
lymphocytes matures,
augmentation des
neutrophiles toxiques
62
II.2. Nutrition des larves
2.1. Modalité de la digestion
2.1.1. Activité protéasique des PES sur les protéines disponibles
L’albumine plasmatique est la principale protéine dégradée par les protéases des PES des
larves.
Tabouret, (1998) a mené des travaux sur l’activité protéasique des PES des larves
d’Oestrus ovis sur l’albumine plasmatique d’origine bovine en la mettant en contact avec les
PES puis en analysant les protéines obtenues par électrophorèse en SDS-PAGE. La solution
d’albumine témoin présentait un profil électrophorétique avec une bande de 70 kDa très
marquée. Après contact de 12 heures avec les PES de L1, elle était légèrement atténuée et a
disparu totalement après 12 heures de contact avec les PES de L3. Ces résultats montrent que
les larves clivent l’albumine et tout particulièrement les L3 qui accumulent les réserves
énergétiques. Les PES exercent donc une activité protéasique sur des protéines plasmatiques
telles que l’albumine, et probablement sur des protéines tissulaires.
Tabouret, (2001) a aussi montré in vitro l’activité collagénolytique des PES des larves
d’Oestrus ovis sur le collagène de type I et le collagène de type IV. Ainsi ces derniers seraient
capables de dégrader les constituants de la matrice extracellulaire (collagène de type I) et de la
lame basale de l’épithélium (collagène de type IV).
Par ailleurs, l’abondance du mucus dans les cavités nasales représente également pour les
larves d’Oestrus ovis une autre source alimentaire rapidement accessible et durable (Tabouret,
2001).
Pruett, (1993) a mis en évidence que l’HA pouvait aussi cliver in vitro l’albumine
d’origine bovine bien qu’elle ne soit pas totalement dégradée. L’hémoglobine, la
thyroglobuline et le fibrinogène tous d’origine bovine sont aussi dégradés par l’HA. Mais
contrairement à l’albumine, leur dégradation est complète.
Les larves de Lucilia cuprina possèdent la même activité enzymatique. En effet, O’Meara
et al., (1992) ont observé la dégradation de l’albumine par les enzymes larvaires 12 heures
après l’infestation. Des produits de dégradation du fibrinogène sont aussi visibles. Ces résultats
sont complétés par Young et al., (1996). Ils ont montré que dès que la larve L1 était en contact
avec la peau, elle commençait à se nourrir et à extraire les nutriments de l’environnement pour
63
sécréter des molécules visant à augmenter la taille de la plaie et donc permettre la survie de la
larve. La dégradation des composants majeurs de la zone cutanée comme l’albumine est
observée 6 heures après l’éclosion.
Les protéases des PES larvaires sont donc capables de dégrader les protéines
plasmatiques disponibles dans leur environnement immédiat ou bien des molécules telles que le
collagène afin de débuter le processus de nutrition des larves.
2.1.2. Digestion extra-intestinale
Dans chacune des trois myiases larvaires étudiées, la digestion commence de manière
extra-intestinale. Les protéases excrétées avec les PES dégradent les protéines plasmatiques
disponibles comme l’albumine dans leur environnement immédiat, puis la digestion est
achevée dans l’intestin larvaire.
Nous venons de voir que les protéases contenues dans les PES des larves d’Oestrus ovis
étaient capables de dégrader l’albumine plasmatique en position extra-larvaire (Tabouret,
2001).
De même, Boulard, (1975) a montré que les larves L1 d’Hypoderma lineatum
régurgitaient les enzymes digestives intestinales et salivaires sur les tissus conjonctifs
environnants montrant bien que la digestion commence de manière extra-intestinale.
Casu et al., (1994) ont mis en évidence l’importance des protéases à activités
chymotrypsique et trypsique excrétées/sécrétées par les larves de Lucilia cuprina en mettant en
présence in vitro ces dernières avec des inhibiteurs de sérine-protéases inhibant à la fois ces
deux activités. Les résultats montrent que la croissance et le développement larvaires sont
inhibés. Si on augmente de façon très importante la concentration de l’inhibiteur, on constate
même une mortalité larvaire. Ces protéases appartenant aux PES ont donc un rôle prépondérant
dans la nutrition et dans le processus digestif intestinal des larves. Elles permettent une
digestion extra-intestinale des protéines plasmatiques qui une fois inhibée peut aller jusqu’à la
mort de la larve.
Une particularité dans le processus digestif est propre à la larve L1 d’ Hypoderma
lineatum. Boulard, (1969) a montré que pendant leur migration, les larves L1 réingurgitent
partiellement les enzymes et les tissus dégradés (principalement du tissus conjonctif) et les
stockent dans leur intestin qui est cloisonné dans sa partie terminale et qui constitue ainsi un
réservoir. Après 8 mois d’accumulation, les enzymes et les produits dégradés sont ensuite
64
excrétés pendant la première mue à travers une ouverture de l’intestin pendant le stade L2
jeune.
2.2. Maintien d’un apport constant en nutriments
Il est important pour les larves d’avoir un apport de nutriments régulier et en grande
quantité pendant le déroulement du cycle larvaire. Cela se traduit par la mise en place de
stratégie visant à obtenir des sources nutritives constantes et importantes
2.2.1. Rôle du monoxyde d’azote (NO) dans la nutrition des larves d’oestre.
a) Propriétés du NO
Il est sécrété par les macrophages en tant que produit toxique pour détruire des agents
étrangers de grande taille tels que les parasites. Sa synthèse est catalysée par les NO
synthétases, présentes sous forme inductible dans les macrophages. Le NO est toxique car il
agit sur des enzymes clés du métabolisme du parasite : les molécules possédant un noyau fersoufre
(enzyme du cycle de Krebs), la chaîne mitochondriale de transport d’électrons ou encore
la ribonucléotide réductase impliquée dans la synthèse d’ADN (Clarck et Rockett, 1996).
b) Mise en évidence de l’effet modulateur de la sécrétion de NO par les PES
(Tabouret, 1998).
On a utilisé des macrophages ovins et des macrophages murins tumoraux (RAW)
stimulés soit par des PES de L1, L2, L3, soit par des antigènes bruts de L1, L2, L3. La
production de NO est suivie par les teneurs en nitrites qui la reflète. Ces derniers sont mesurés
par la méthode de Griess.
La nature des fractions actives sur la sécrétion de NO, la concentration minimale active
(CMA), l’exploration de la voie d’activation et l’effet potentialisateur de l’interféron gamma
(INFγ) sont également recherchés. L’INFγ est une cytokine qui active les mécanismes
effecteurs du macrophage, et en particulier, la sécrétion de NO. Cet effet stimulateur est
fortement augmenté quand les antigènes bactériens (LPS) sont associés à l’INFγ. L’étude a
donc eu pour but de voir si l’association antigène E/S d’Oestrus ovis et INFγ avait les mêmes
effets inducteurs de NO sur le macrophage.
65
Le dosage des nitrites a montré que les PES d’Oestrus ovis ont un effet inducteur de la
production de NO par le macrophage murin de la lignée RAW, l’antigène brut de L1 semble au
contraire l’inhiber. L’effet sur les macrophages ovins est semblable à celui obtenu sur les
macrophages murins : la production de nitrite est augmentée particulièrement avec les PES de
L1. L’effet des PES de larves d’Oestrus ovis sur la sécrétion de NO par le macrophage se
vérifie sur un matériel cellulaire d’origine ovine.
Si on stimule les macrophages avec des PES mis en contact avec de la trypsine, on
constate une diminution de la production de NO. La diminution s’accentue quand on augmente
la concentration de trypsine. De même, la chaleur entraîne une diminution de la concentration
en nitrites et donc une perte d’activité des PES. La fraction des PES responsable de la
modulation de la sécrétion de NO est donc très certainement de nature protéique.
La concentration minimale active trouvée est inférieure à 1μg/ml de PES de L1 (qui sont
les plus actifs). De plus, il a été constaté que la stimulation engendrée par les PES n’est pas
proportionnelle à leur concentration. On a également observé que l’induction de la sécrétion de
NO par les PES se faisait vraisemblablement par l’activation de la NO synthase inductible qui
catalyse l’hydroxylation de la L-arginine permettant l’obtention du NO. Le mode d’action de
l’activation de la NO synthase n’a pas été évoqué.
De plus l’effet potentialisateur de l’INFγ par les PES est supérieur à celui des LPS.

PARTIE 3

L’analyse par électrophorèse SDS-PAGE en conditions réductrices des PES stimulant la
production de NO a révélé 5 bandes de protéines majeures, communes aux trois stades
larvaires : une voisine de 81 kDa, deux moins marquées d’environ 60 kDa et deux très
marquées pour les stades L2 et L3 de 35 et 25 kDa.
c) Conséquences pour la nutrition larvaire
La stimulation de la sécrétion de NO par les PES des trois stades larvaires est un
phénomène surprenant et difficilement explicable dans l’état actuel des connaissances, puisque
le NO est un gaz toxique favorisant l’élimination des parasites. L’hypothèse serait que la
stimulation de la sécrétion de NO joue un rôle dans la nutrition larvaire. En effet, le NO est un
médiateur physiologique de l’inflammation actif sur les cellules et les tissus de l’hôte. Le NO
peut altérer les fonctions physiologiques du tissu inflammé. Il provoque ainsi un relâchement
des muscles lisses des vaisseaux sanguins entraînant une vasodilatation et une augmentation de
la perméabilité vasculaire. Ce phénomène facilite la fuite hors du compartiment sanguin de
protéines plasmatiques, dont les larves d’Oestrus ovis se nourrissent. Ainsi, l’induction de la
66
sécrétion de NO permet l’entretien d’une réaction inflammatoire qui assure aux larves un
apport constant en protéines plasmatiques (Tabouret, 1998).
2.2.2. Rôle de la formation de l’exsudat pour les larves de Lucilia cuprina
a) Formation de l’exsudat
Bowles et al., (1988) ont mis en évidence au sein des PES des larves de Lucilia cuprina
une enzyme capable de dégrader les fibrilles de collagène de type 1 de moutons. Les activités
conjuguées de la collagénase et des protéases permettent la digestion de composants cutanés
contribuant ainsi à la formation de lésions et à la production d’un exsudat.
L’exsudat est une exfoliation de l’épiderme qui amène à l’exposition du derme. Le
premier signe clinique associé à la myiase est la fuite de quantité importante d’exsudats sur la
peau et sur la laine (Sandeman et al., 1987).
Sandeman et al, (1995) ont montré que cette fuite des protéines plasmatiques au sein de
l’exsudat commençait six heures après l’infestation et était bien établie au bout de douze
heures. Durant cette période, l’exsudat résulte de l’action de médiateurs de l’inflammation
causant la transsudation des capillaires cutanés et des activités enzymatiques des PES comme
décrit ci-dessus. Dans les douze heures suivantes, les fuites exsudatives ne cessent d’augmenter
en relation avec les besoins croissants des larves. La formation de l’exsudat vingt-quatre heures
après le début de l’infestation est le résultat de microhémorragies.
b) L’exsudat : une source de protéines
O’Meara et al ., (1992) ont constaté que la réponse inflammatoire était plus importante
dans les étapes précoces de l’infection quand les dommages physiques étaient peu importants.
L’analyse de l’exsudat a montré qu’il contenait une grande quantité d’albumine séreuse,
d’immunoglobulines, de fibrinogène et d’autres protéines séreuses. Il constitue donc une source
principale de nutriments pour la larve de Lucilia cuprina riche en protéines plasmatiques et de
nature variée.
67
II.3. Facilitation de l’établissement larvaire
3.1. Chez Oestrus ovis
a) Activité mucolytique des PES
Tabouret, (2001) a incubé une mucine d’origine bovine avec les PES puis a analysé les
résultats par SDS-PAGE. La mucine est dégradée partiellement par les PES en de petits
fragments plus facilement ingérables par les larves. Cette dégradation de la mucine se traduit
très certainement par une modification des propriétés physico-chimiques du gel de mucus
recouvrant et protégeant l’épithélium. Chez l’animal infesté, l’hypersécrétion de mucus fait
encourir aux larves, surtout aux L1, deux risques majeurs si elles sont piégées dans le mucus :
elles risquent d’être expulsées prématurément dans l’écoulement muqueux et elles sont
exposées à l’asphyxie par obstruction de leurs plaques stigmatiques par le mucus. Ceci
expliquerait l’activité mucolytique permettant aux larves d’évoluer dans le mucus sans y rester
piégées en dégradant la mucine, le composant majeur du mucus. C’est donc une activité qui
facilite l’établissement larvaire.
b) Protection du NO contre les bactéries
Tabouret (1998) a étudié le rôle du NO sur la prolifération bactérienne au sein de la
muqueuse nasale parasitée. Des contaminations bactériennes surviennent fréquemment à la
surface des muqueuses nasales, or les larves vivant au contact de cette muqueuse s’y
nourrissent et y muent. Nous avons vu précédemment que les PES des trois stades larvaires
étaient capables de stimuler la production de NO. On peut donc envisager que la stimulation de
la sécrétion de NO, qui est un gaz toxique, aide au contrôle de la prolifération bactérienne au
sein de l’habitat du parasite et participe ainsi au maintien des larves dans les cavités nasales.
3.2. Rôle de LCTb chez Lucilia cuprina
Casu et al. (1994) ont montré que la séquence en acides α aminés de LCTb avait
beaucoup de similarité avec celle des sérine-protéases dont l’ hypodermine C à activité
68
collagénolytique d’ Hypoderma lineatum. LCTb doit donc dégrader le collagène et ainsi
faciliter l’établissement de la larve de Lucilia cuprina dans les tissus cutanés du moutons.
Casu et al. (1996) ont mis en évidence que cette protéase digère les protéines des tissus
de la peau où les nutriments se trouvent, et permet ainsi à la tête des larves de pénétrer dans le
derme. Nous avons vu dans la première partie que cette enzyme n’était pas retrouvée dans les
stades pupe et adulte. Cela est en accord avec le fait que LCTb soit impliquée dans
l’établissement larvaire de la myiase. Quant au stade adulte, les besoins en protéases diminuent
car le régime alimentaire évolue et la part de « grosses protéines » à digérer diminue. Par
contre, elle est présente dans le stade oeuf pour être disponible dès l’éclosion en vue de faciliter
l’établissement larvaire et d’apporter les nutriments à la nouvelle larve le plus rapidement
possible.
II.4. Migration larvaire
4.1. Chez Hypoderma lineatum
Boulard (1975) a étudié les éléments lysés du tissu conjonctif suite à la migration de la
larve L1 pendant 8 mois et la réaction inflammatoire causée par L1. Il a mis en évidence des
processus de dégradation tissulaire engendrés par la présence d’enzymes à activité
collagénolytique principalement (l’HC), qui concourent à faciliter la migration de la larve qui
s’effectue à la vitesse de 1 à 2 cm par jour.
Boulard et al. (1978) montrent que la larve L1 après éclosion pénètre activement par
l’épiderme et entreprend une migration de 8 mois dans le tissu conjonctif intermusculaire pour
atteindre le tissu sous cutané dorsolombaire. Au cours de cette migration, la L1 sécrète et
excrète des PES dont l’hypodermine C, qui, comme nous l’avons vu précédemment, a une
activité collagénase. Ainsi cette dernière facilite la migration de la larve au travers des fibres de
collagène en les lysant, et lui permet d’ingérer les fragments pour sa nutrition.
4.2. Chez Lucilia cuprina
Sandeman et al., (1990) ont mis en évidence une activité collagénolytique. L’activité des
PES avec le substrat SALNA montre une activité élastase au sein des PES. De même, l’activité
des PES sur le substrat VALNA montre une activité plasmine dans les PES. Ces trois activités
69
conjuguées révèlent un rôle primaire des PES dans la dégradation cutanée. L’activité plasmine
est aussi responsable d’une perte de l’adhésion cellulaire épidermique. L’ensemble de ces
activités concoure à la formation des plaies myiasiques qui favorisent la migration larvaire dans
le derme.
II.5. Les lésions induites
5.1. Chez Oestrus ovis
a) Description des lésions
Les remaniements histologiques et les altérations de la muqueuse, consécutives à
l’infestation, ont été appréciés sur coupes colorées à l’hémalun-éosine. Les prélèvements de
muqueuse septale et sinusale, conservés dans l’osmium, ont été examinés en microscopie
électronique à transmission. Les résultats montrent que c’est au niveau de la muqueuse sinusale
que les modifications et les altérations histologiques sont les plus importantes. L’épithélium
sain est cylindrique, cilié et pseudo-stratifié (Tabouret, 2001). Après infestation, ce dernier
présentait une hyperplasie marquée (constatée macroscopiquement à l’abattage) ainsi qu’une
métaplasie (dédifférenciation puis redifférenciation en épithélium de type Malpighien)
modérée. Ces observations ont été confirmées par le grand nombre de cellules épithéliales
marquées par l’anticorps anti-KI67, marqueur de prolifération. Une forte abrasion du film
muco-ciliaire a été observée. En outre, le nombre de cellules caliciformes est réduit chez les
animaux infestés. La lamina propria présentait de nombreuses irrégularités et par endroit un
affaissement. Au niveau du chorion, un oedème diffus a été observé. Une diapédèse transépithéliale
de polynucléaires éosinophiles marquée a été constatée chez les animaux infestés.
Les observations en microscopie électronique ont montré au niveau de l’épithélium de la
muqueuse sinusale, une disjonction des cellules épithéliales, avec perte des jonctions serrées.
La lame basale n’était plus observable et le nombre de cils réduit. Au niveau du septum, les
cellules épithéliales étaient granuleuses, présentant des images suggérant une souffrance
cellulaire importante (Tabouret, 2001).
70
b) Facteurs lésionnels
Comme la majorité des remaniements histologiques et des lésions ont été observés au
niveau de la muqueuse sinusale, on peut faire l’hypothèse que les larves L3 sont les larves les
plus pathogènes. En effet, la muqueuse sinusale est le lieu de localisation des L3. De plus ces
observations peuvent traduire une relation entre la taille des lésions et la quantité de nutriments
nécessaires au stade L3. L’étude en microscopie électronique semble montrer que les
altérations de la muqueuse, notamment la rupture de la barrière épithéliale, soit le fait des
protéases précédemment identifiées. Ces observations supportent le fait que les PES diffusent
largement dans la muqueuse et ainsi entrent en contact avec les cellules immunitaires recrutées
localement. Cependant, il est difficile d’attribuer la totalité de ces modifications et de ces
altérations de la muqueuse à la seule présence des larves. Les modifications histologiques
constatées peuvent aussi provenir de la libération de médiateurs pro-inflammatoires produits
par les macrophages et les lymphocytes activés par les PES. Le NO est un médiateur proinflammatoire
possédant à forte concentration un effet toxique pour les tissus environnants, ce
qui pourrait expliquer partiellement les altérations constatées sur la muqueuse sinusale (Laskin
et al., 1994).
Le TNFα, dont le gène est induit par les PES, peut être lui aussi impliqué dans les
altérations observées : en effet il augmente la perméabilité vasculaire, provoque de l’oedème et
favorise l’infiltration cellulaire dans les tissus (Cavaillon, 1996).
Les lésions induites sur la muqueuse respiratoire notamment au niveau sinusal
apparaissent comme être d’une part la conséquence de l’activité des protéases contenues dans
les PES et d’autre part comme être la résultante de la réponse inflammatoire consécutive à
l’infestation parasitaire.
5.2. Chez Hypoderma lineatum
a) Description des lésions
Boulard, (1975) a étudié les éléments lysés du tissus conjonctif suite à la migration de la
larve L1 pendant 8 mois et la réaction inflammatoire causée par L1. L’examen histologique des
tissus parasités montre une très forte réaction inflammatoire ainsi qu’une importante
modification structurale. A partir de la larve on peut définir trois zones : une zone pré-larvaire
en avant de la larve, une zone péri-larvaire autour de la larve et une zone post-larvaire à
71
l’arrière de la larve. Ces trois zones sont concentriques et correspondent aux trois étapes de
désagrégation des structures tissulaires larvaires.
Dans la zone pré-larvaire, on est au premier stade d’une réaction inflammatoire. Il n’y a
pas de lyse cellulaire ou tissulaire. On constate une vasodilatation importante et une forte
infiltration leucocytaire. Ceci correspond à un phénomène vasculaire sanguin. La structure
fibrillaire (élastine et collagène), la substance fondamentale et les fibroblastes ont les mêmes
affinités tinctoriales que les tissus sains.
Dans la zone péri-larvaire on peut distinguer trois couches. La couche A est la plus
externe : aucun élément n’est lysé mais les tissus oedémateux perdent leurs caractéristiques
structurales fondamentales. Les fibres de collagène sont distendues et dissociées et ne sont plus
disposées en faisceaux compacts. Les tissus sont envahis de monocytes, neutrophiles,
éosinophiles.
La couche B subit une dégradation de toutes les structures fibreuses et une modification des
affinités tinctoriales de la substance fondamentale. En périphérie, les fibres de collagène se
distendent, se clivent, perdent de leur densité et finissent par se séparer en fibrilles. Les
filaments sont orientés dans le sens de déplacement de progression de la larve. Les fibres
élastiques sont également plus courtes, plus épaisses et se clivent pour devenir plus
contournées. La structure des parois vasculaires se modifie aussi.
La couche C est la plus interne. C’est l’étape ultime de dégradation des éléments
tissulaires précédents. La régression des fragments de collagène amène à une forme
filamenteuse. C’est une matrice amorphe qui prend la place. On peut remarquer également une
altération très marquée des fibres élastiques.
Dans la zone post-larvaire, on voit la même destruction cellulaire à part que le
phénomène de cicatrisation a commencé. Il reste une matrice amorphe avec quelques
macrophages et quelques cellules géantes. Là où il y a une prolifération de fibroblastes, il y a
un processus de cicatrisation avec la formation de nouveaux vaisseaux entourés de collagène.
Pancera et al., (1993) ont confirmé les observations ci-dessus. Ils ont constaté que les
larves L1 migrantes sont la cause de lésions inflammatoires dans les tissus conjonctifs du
médiastinum, de la plèvre viscérale et pariétale, du péritoine, du diaphragme et des poumons.
Les lésions sont caractérisées par des foyers d’oedèmes gélatineux verdâtres et jaunâtres.
Microscopiquement, les tissus oedématiés sont infiltrés par des éosinophiles. Les lésions sont
reconnues pendant une période de plusieurs semaines qui correspond au rythme du cycle
biologique de la larve.
72
b) Facteurs lésionnels

PARTIE 4

Ces destructurations progressives ne peuvent pas être dues aux appareils buccaux de la
larve et par conséquent, ils résultent aussi de l’intervention d’enzymes contenues dans les PES
larvaires. Ceci est surtout visible pour le collagène qui passe d’un état structuré et polymérisé à
un état dégradé et amorphe suggérant même l’intervention de plusieurs enzymes. Notamment
dans la couche B de la zone péri-larvaire, où les modifications des fibrilles de collagène tant en
longueur qu’en diamètre et la désintégration totale dans la substance amorphe environnante
sont probablement dues à l’action conjointe de collagénase et de peptidase.
Il a été remarqué aussi que la présence de la larve inhibait en partie la formation de
fibrine dans ce foyer inflammatoire. Le réseau de fibrine sert de support aux fibroblastes venant
sécréter les nouveaux éléments qui reconstitueront le tissu.
Le rôle détersif des enzymes larvaires est tel qu’il ne persiste, sur le passage de la larve,
aucune trace de corps d’origine larvaire ou tissulaire susceptible de créer un foyer
inflammatoire chronique. Le passage de la larve à travers les tissus de l’hôte favorise une
régénération rapide des tissus sur un terrain libéré de tout débris tissulaire.
5.3. Chez Lucilia cuprina
a) Description des lésions
Sandeman et al., (1987) ont observé sous un microscope électronique à balayage
l’évolution des lésions cutanées d’un mouton soumis à une infestation larvaire de Lucilia
cuprina. L’inflammation correspond à un gonflement de la peau principalement autour des
follicules laineux qui deviennent plus profonds et plus larges. On note également un
changement de la structure cutanée avec une perte graduelle de débris cutanés et une
augmentation de la kératinisation des cellules épithéliales squameuses de la laine adjacentes à
la peau.
Sur la surface cutanée propre, les dommages sont vus 8 heures après l’implantation
larvaire. Jusqu’aux premières 24 heures, ces altérations concernent surtout la couche
épidermique superficielle tandis que la membrane basale est intacte avec quelques
interruptions. Après 24 heures, des surfaces importantes de cellules épidermiques sont
73
manquantes, la membrane basale est atteinte, on voit le derme. L’architecture normale de la
peau est détruite.
A 48 heures post-infestation, l’épiderme et la membrane basale sont complètement
détruits engendrant l’exposition du derme. Ce dernier subit alors des dégradations : on constate
que des surfaces dermiques sont manquantes. De plus beaucoup de follicules laineux sont
aggrandis.
Après 72 heures, la larve a pénétré profondément dans le derme. On peut observer un
gonflement très important du tissu dermique et la présence d’importantes cavités.
Des surfaces de fibres laineuses ont disparu 48 heures après la rupture de l’architecture
normale de la peau. Au fort grossissement le réseau dermique de collagène est visible et on
peut voir une rupture mécanique à quelques endroits.
b) Facteurs lésionnels
Sandeman et al., (1987) observent que les larves L1 ne possèdent pas de crochets
buccaux mais ont des rangées d’épines dans la cavité buccale qui abrasent les couches
cellulaires les plus externes de la peau. Les larves L2 et L3 possèdent elles des crochets
buccaux très importants qui permettent de dégrader la surface de la peau et des enzymes
protéolytiques capables de dégrader les protéines cutanées.
Les dommages observés entre 8 heures et 24 heures sont causés par les larves L1. C’est
ce stade qui est le plus représenté. Ainsi les lésions constatées sont dues aux rangées d’épines
buccales des larves L1 mais aussi à l’action des protéases contenues dans les PES larvaires
notamment la collagénase qui engendre les ruptures mécaniques observées.
Les dégâts cutanés plus importants subis par la suite sont l’oeuvre des larves L2 et L3.
Ces dernières possèdent de grosses mandibules qui permettent une rupture plus conséquente de
l’intégrité cutanée et donc une meilleure pénétration des PES dans le derme notamment.
L’inflammation consécutive à la formation de l’exsudat dans la plaie doit également
induire ces lésions mais il manque des références précises à ce sujet.
74
II.6. Bilan général
Les protéases sont les composés majoritaires des PES. Elles interviennent de façon
prépondérantes sur le développement larvaire. Elles permettent un apport constant en
nutriments aux larves par le développement d’une réponse immunitaire principalement de type
inflammatoire chez l’hôte parasité. Chez Oestrus ovis, les PES entrainent la sécrétion de NO
qui un médiateur de l’inflammation. Une deuxième source de protéines est également
disponible pour les larves d’oestres : le mucus des cavités nasales. Chez Lucilia cuprina, ce sont
les collagénases qui permettent la formation d’un exsudat qui constitue la source de protéines.
Ces protéases permettent de digérer les protéines nécessaires à la croissance larvaire.
Dans chacune des trois myiases, l’albumine est dégradée ainsi que le collagène.
Elles facilitent l’établissement larvaire : chez Oestrus ovis, elles dégradent le mucus et
protègent donc les larves d’une asphyxie voire d’une expulsion hors des cavités. En ce qui
concerne Lucilia cuprina, la dégradation du collagène par la protéase LCTb permet aux larves
d’accéder aux dermes.
Les protéases sont responsables de la migration larvaire. Ce rôle est assuré dans le cycle
d’Hypoderma lineatum par l’HC qui dégrade le collagène et permet ainsi la migration de L1.
Cette activité collagénolytique se retrouve également avec les protéases excrétées/sécrétées par
les larves de Lucilia cuprina.
Enfin les protéases ont un rôle immunomodulateur. En effet, la réponse immunitaire
permet aux larves de se nourrir mais représente également un danger auxquelles elles doivent
faire face. Ainsi les protéases assurent un rôle de protection vis à vis du système immunitaire
de l’hôte. Toutes les protéases des trois myiases considérées sont capables de cliver les IgG. On
retrouve également dans toutes ces myiases une action sur les molécules membranaires des
cellules immunitaires. De plus, les protéases d’Hypoderma lineatum sont capables de cliver la
protéines C3 du complément et donc d’avoir un effet anti-inflammatoire. Elles entraînent aussi
une baisse de la production d’IL-2. Les larves de Lucilia cuprina excrètent de l’ammoniac qui
est lui aussi immunosuppresseur, ce qui est spécifique à cette myiase.
Le schéma de la figure 8 résume les différents rôles des PES et plus particulièrement
ceux des protéases au sein du développement larvaire.
75
Figure 8 : Bilan : Rôles des PES dans le développement larvaire.
76
77
III. PES et perspectives vaccinales
La caractérisation des PES des différentes larves et leur implication majeure au sein du
développement larvaire conduit à tester leur efficacité en tant que vaccins. Ces perspectives
vaccinales sont basées sur le développement d’une immunité naturelle chez l’hôte infesté.
III.1. Développement d’une immunité naturelle
La vaccination contre les Diptères vecteurs de myiase peut être une alternative
intéressante. In vivo et in vitro, plusieurs arguments indiquent qu’un contrôle immunologique
des populations larvaires est envisageable.
a) Chez Oestrus ovis
Des études épidémiologiques ont montré que les intensités des infestations sont moins
importantes chez les brebis que chez les agneaux dans les conditions naturelles (Yilma, 1992) :
cela semble indiquer la présence d’un phénomène immunitaire de contrôle des populations
larvaires qui s’installe avec les réinfestations.
Les travaux de Yilma et Dorchies (1993) montrent que le taux d’installation des L1 après
inoculation expérimentale à des agneaux « neufs » est de 28% après infestation unique : cela
suggère qu’il existe un mécanisme qui élimine une partie de la population larvaire implantée.
De plus lorsque les infestations sont répétitives, le pourcentage d’installation chute à 10% en
moyenne ce qui montre bien que les infestations répétées stimulent un mécanisme effecteur de
l’immunité capable d’éliminer les L1.
Marchenko et Marchenko, (1989) ont démontré qu’un traitement immunosuppresseur
favorisait l’installation des larves et leur survie, preuve supplémentaire qu’il existe bien une
composante immunologique dans le contrôle des populations larvaires.
78
b) Chez Hypoderma lineatum
Le développement d’une immunité en réponse à l’infestation d’Hypoderma lineatum a
été envisagée par le développement d’une résistance observée sur les bovins ayant subi des
infestations préalables. Gingrich, (1980) a mis en évidence l’acquisition de cette résistance
contre Hypoderma lineatum. Cette résistance est innée chez les jeunes bovins, puis elle
diminue avec l’âge au profit d’une résistance acquise. Des travaux réalisés par Pruett et Kunz,
(1996) ont montré que la résistance à Hypoderma lineatum était acquise chez les bovins après
au moins trois infestations.
L’immunité acquise a été étudiée pour déterminer l’influence des deux types de réaction
immunitaire sur la résistance des bovins. Gingrich, (1982) a comparé la réponse cellulaire et
humorale sur des bovins non infestés et des bovins antérieurement infestés après une seule
exposition expérimentale. Il a trouvé aucune corrélation entre le développement des anticorps
humoraux et la résistance du bovin. En revanche, le bovin le plus résistant avait l’activité
macrophagique la plus élevée. Les résultats montrent que la résistance acquise à l’hypodermose
repose plus sur une immunité à médiation cellulaire que sur une immunité à médiation
humorale.
Baron et Weintraub, (1987) ont poursuivi ces travaux. Ils ont exposé des bovins à trois
infestations consécutives, dans le but d’étudier le rôle de la réponse à médiation cellulaire dans
le développement de la résistance à Hypoderma lineatum. Ils ont observé une réduction
significative de la population larvaire sur ces bovins qui ont d’autre part « produit »
significativement moins de larves de varron par rapport aux animaux exposés pour la première
fois. De plus, les bovins résistants réagissent mieux à l’action des mitogènes lors des
réinfestations ce qui montre une capacité fonctionnelle accrue de leur système immunitaire.
Ces résultats montrent que la résistance acquise à l’hypodermose repose sur une base cellulaire
mettant en jeu la participation à la fois des cellules B et des cellules T.
Chabaudie et al., (1991) ont également confirmé ces résultats. Ils ont montré que les
anticorps anti-L1 d’Hypoderma lineatum d’origine humorale conféraient peu de protection aux
bovins. Ainsi l’immunité humorale a un rôle très mineur à jouer dans l’acquisition de la
résistance après les réinfestations à Hypoderma lineatum au contraire de l’immunité à
médiation cellulaire.
De même Fischer et al., (1991) ont montré qu’en infestant des bovins avec l’HA ou l’HA
dénaturée par SDS, une réponse en lymphocyte spécifique de HA s’était développée.
79
Ainsi, les résistances acquises sur les bovins subissant plusieurs infestations laissent
transparaître le développement d’une réponse immunitaire à médiation cellulaire, pour faire
face à l’infestation des larves.
c) Chez Lucilia cuprina
Comme pour Hypoderma lineatum et Oestrus ovis, les moutons infestés par les larves de
Lucilia cuprina sont capables de développer une résistance. En effet, Sandeman et al., (1985)
ont montré que les moutons pouvaient devenir réfractaires à l’installation larvaire après des
infestations répétées. Cette résistance est donc un phénomène inductible qui nécessite au
minimum 4 infestations (Sandeman et al., 1986). Ces travaux ont été confirmés par Eiseman et
al., (1990) qui ont obtenu des moutons résistants au bout de 7 à 8 infestations. En outre, ces
moutons développent aussi une meilleure sensibilité aux larves et à leurs produits. Cette
réponse résulte de l’apparition d’un exsudat séreux qui permet l’accès de facteurs d’inhibition
au site d’infection à un moment précoce, lorsque L1 et L2 sont présentes et présumées
vulnérables (Sandeman et al., 1986).
Cette observation est en accord avec les travaux d’O’Donnell et al., (1981), qui ont
constaté in vitro qu’un mélange de sérum provenant de moutons immunisés réduisaient
significativement la survie des larves, ce qui souligne l’importance d’une immunité humorale
dans l’acquisition d’une résistance à l’égard du parasite.
De plus, l’expérience réalisée par Sandeman et al., (1992) étaye les informations sur la
résistance. Les moutons infestés répétitivement à 2 semaines d’intervalle avec 500 L1
développent une résistance partielle aux injections après 5 infestations. Mais cette résistance ne
dure pas plus de 3 infestations. Ils ont ainsi mis en évidence que la résistance à Lucilia cuprina
peut se développer après des infestations répétées mais qu’elle est de courte durée et qu’elle
nécessite une exposition larvaire fréquente. Dans une étude plus récente, Tellam et Bowles,
(1997) ont observé qu’une très faible résistance acquise à Lucilia cuprina se développait chez
le mouton après des infestations répétées de larves. Ce phénomène témoigne de la mise en
place d’une réponse immunitaire mais n’est pas suffisant pour assurer la protection des
moutons contre la myiase.
La réponse immunitaire des moutons contre les antigènes des larves fait intervenir des
anticorps IgG. O’Donnell et al., (1980) ont démontré leur présence dans les sérums de moutons
infestés. Cette intervention des anticorps dans la réponse immunitaire des moutons est soutenue
par les travaux réalisés par Eiseman et al., (1990) qui ont montré que les anticorps jouaient un
80
rôle dans la résistance des moutons aux larves. De même Skelly et Howells, (1987) ont mis en
évidence que des moutons infestés expérimentalement avec des produits larvaires produisaient
des anticorps contre un large éventail de composants de L1, L2 et L3. Cette forte réponse
humorale est induite par les PES des larves de Lucilia cuprina provenant surtout des glandes
salivaires. Sandeman et al., (1990) ont montré que les concentrations en anticorps dirigés
contre des extraits larvaires solubles mesurés par la méthode ELISA, étaient significativement
plus élevées dans les sérums de moutons infestés que dans les sérums de contrôle. Ces résultats
sont compatibles avec la production par les moutons d’anticorps anti-larve spécifiques en
réponse à l’infestation.
Bowles et al., (1992) ont infecté des moutons avec 200 larves L1 puis réalisé 48 heures
après l’implantation larvaire, une biopsie cutanée sur les plaies et sur les moutons de contrôle.
Ils ont observé une réponse immunitaire cellulaire mettant en jeu notamment des neutrophiles

PARTIE 5

(qui sont les cellules majoritaires à la surface de la peau). Dans le derme, il y a une
augmentation significative des LT helper CD4+, des cellules γδ-TCR+ et des LT19+ (CD4¯,
CD8¯) sur les moutons infestés par rapport aux moutons de contrôle.
L’immunité développée par les moutons en réponse aux infestations des larves de Lucilia
cuprina est à la fois une immunité à médiation humorale et une immunité à médiation
cellulaire.
III.2. Les intérêts d’un vaccin
Ils sont multiples. A la différence des insecticides, la mise au point d’une stratégie
vaccinale n’induira pas de résidus chimiques dans l’environnement. Elle peut aussi être
considérée comme un moyen de contrôle à long terme et donc s’avérer plus économique, et
diminuer les résistances aux insecticides. Le contrôle vaccinal peut se faire à deux niveaux : il
peut permettre de contrôler l’installation des larves en diminuant les intensités d’infestation,
mais aussi la croissance des larves. Dans le cas d’Oestrus ovis, le poids de la larve L3 qui
débute la pupaison est déterminant pour la survie et l’activité du futur adulte. Cepeda-Palacios
et al., (2000) ont déterminé qu’il existait un poids critique (de 0,28 g obtenu pour une mouche
de 8,6 mm de long) de la larve L3 expulsée pour lequel la viabilité de la mouche est
compromise. En tenant compte de données sur 383 L3, ils ont estimé les effets possibles d’une
diminution du poids des larves expulsées sur la taille de la population adulte. Une réduction
importante de la taille de la population (38%) pourrait être obtenue en diminuant le poids
larvaire de 40%.
81
III.3. Les tentatives de vaccination
3.1. Immunogénicité des PES larvaires
L’immunogénicité d’un antigène est son aptitude à entraîner une réponse immunitaire
avec des anticorps spécifiques (Bach et Lesavre, 1991). Les vaccins utilisés dans la plupart des
cas contenaient un ou des antigènes très immunogènes qu’il a fallu identifier.
a) Chez Oestrus ovis
De récents travaux ont été réalisés par Innocenti et al., (1995) qui ont soumis les tissus
des stades larvaires à une électrophorèse en conditions réductrices et non réductrices. Les
polypeptides obtenus sont testés par immunoblotting avec du sérum de moutons infestés. Les
protéines issues des glandes salivaires se sont révélées être les plus immunogènes et ont été
identifiées par la suite comme des PES larvaires. On peut donc en conclure que les glandes
salivaires sont un tissu sécréteur qui peut fournir des antigènes protéiques pour le système
immunitaire de l’hôte.
Tabouret, (2001) a complété ces résultats en étudiant par Western Blot la réactivité des
sérums d’agneaux immunisés infestés expérimentalement vis à vis des PES, des protéines
digestives et salivaires. Dans les protéines des PES, seul un complexe protéique avoisinant 28
kDa a été spécifiquement et systématiquement reconnu par les anticorps sériques (IgG) quelque
soit l’animal. Aucune protéine du tube digestif des larves n’a été reconnue. Par contre, les
protéines salivaires l’ont été et particulièrement un groupe de 28 kDa. Les autres protéines
salivaires ont été reconnues alternativement par quelques animaux. Ces deux expériences
laissent penser que l’Ag de 28 kDa contenu dans les glandes salivaires est très immunogène et
pourrait donc être employé dans un but vaccinal. Il reste cependant à l’identifier de façon
précise pour le séquencer et déterminer sa fonction.
On a également constaté que les larves L2 et plus particulièrement les larves L3 sont les
stades larvaires les plus immunogènes. Cette observation doit être corrélée à la capacité de ces
stades à libérer sur la muqueuse des quantités importantes d’antigènes de PES. Ceci est
confirmé par les travaux de Frugère et al., (2000) qui ont montré par une cinétique d’apparition
des anticorps des animaux vaccinés avec des PES de L3 d’Oestrus ovis, le développement
d’une forte réponse en IgG par rapport aux animaux témoins, attestant ainsi de
l’immunogénicité des PES de L3.
82
Kumar, (1993) a montré quant à lui, que les protéases étaient faiblement immunogènes.
Donc ce ne sont pas a priori des antigènes de choix pour la vaccination.
On peut donc dire que pour la vaccination contre Oestrus ovis, l’antigène de 28 kDa
serait le plus efficace. Mais il manque des références sur les antigènes contenus dans la
membrane péritrophique des larves.
b) Chez Hypoderma lineatum
L’immunogénicité et l’antigénicité des PES des larves d’Hypoderma lineatum ont été
étudiées par Pruett et al., (1988). Elles ont été testées sur des protéines provenant des extraits
bruts de L1 par Western-blotting en utilisant du sérum de bovins infestés ou vaccinés. Les
résultats montrent que toutes les protéines de L1 sont antigéniques sur l’hôte bovin infesté.
C’est l’HA et l’HC qui apparaissent comme les protéines larvaires les plus immunogènes. Dans
le sérum et bien que HA et HC présentent de nombreuses similarités au niveau de leur
composition en acides α aminés, il n’y a pas de réaction croisée entre ces deux protéases et
donc pas d’épitope antigénique commun. Ces résultats constituent une exception aux travaux
de Kumar, (1993) dans lesquels les protéases sont faiblement immunogènes.
Par conséquent, les vaccins développés pour lutter contre l’hypodermose bovine ont
incorporé les protéases des PES et plus particulièrement l’HA.
c) Chez Lucilia cuprina
Skelly et Howells, (1987) ont constaté que les extraits de glandes salivaires de L3 avaient
une activité immunogène très importante même en conditions dénaturantes par SDS-PAGE. Ce
sont eux qui ont entraîné la réponse immunitaire la plus forte. Cependant les protéines
salivaires n’ont pas été retrouvées dans les PES des larves.
Tellam et al., (2000) ont mis en évidence que la P-95 était fortement immunogène. En
effet, elle est reconnue par des sérums de moutons infestés naturellement ou artificiellement
mais pas par des sérums de moutons non infestés.
Pour Lucilia cuprina, la protéine P-95 paraît être un bon candidat à la vaccination. En ce
qui concerne les extraits des glandes salivaires, il faudrait d’autres données concernant leur
identification et leur rôle pour évaluer leur intérêt en vaccination. Nous n’avons pas de données
sur l’immunogénicité des protéases de L1 mais des vaccins contenant des sérine-protéases ont
été testés.
83
3.2. Essais vaccinaux
a) Chez Oestrus ovis
Frugère et al., (2000) ont immunisé des agneaux avec des PES de larves de troisième
stade d’Oestrus ovis. Les agneaux immunisés ont ensuite étaient infestés expérimentalement
par des larves de premier stade. Les résultats ont montré que le taux d’installation larvaire était
très comparable entre le groupe d’agneaux immunisés (35%) et le groupe d’agneaux témoins
non immunisés (39%). En revanche, le pourcentage de stades larvaires en développement était
significativement plus important chez les témoins (13%) que chez les immunisés (6%).
L’immunisation avec des PES de larve de troisième stade, bien que n’ayant pas protégé les
agneaux de l’installation larvaire, a conduit à une inhibition partielle du développement
larvaire.
b) Chez Hypoderma lineatum
La vaccination contre l’hypodermose bovine a été basée principalement sur l’utilisation
de l’HA associée dans des combinaisons différentes aux autres hypodermines HB et HC.
L’hypodermine A a été choisie comme antigène candidat à la vaccination car elle induit à
la fois une réponse cellulaire et humorale. Sur des veaux naïfs, l’immunisation avec cette
protéine induit une mortalité de 98,5% des larves contre 88,5% chez les témoins (Pruett, 1999).
Donc dans ce cas elle confère un haut degré de protection aux veaux.
Cependant les autres tentatives de vaccination n’ont pas apporté le même degré de
protection. En effet, Chabaudie et al., (1991) ont vacciné des groupes de veaux naïfs avec des
injections sous-cutanées d’HA seule ou associée soit à l’adjuvant incomplet de Freund soit au
phosphate d’alumine. Les résultats ne révèlent aucune différence significative entre le nombre
de larves qui colonisent le dos des veaux vaccinés et des non vaccinés. L’immunisation des
veaux naïfs avec l’HA associée ou non avec des adjuvants est un échec pour une protection
contre une infestation naturelle.
De même, Baron et Colwell, (1991) ont immunisé des veaux avec un mélange
d’hypodermines HA, HB et HC associées à l’adjuvant monophosphoryl lipide A qui est un
immunomodulateur. Dans cette étude, la sensibilité des lymphocytes spécifiques des antigènes
est augmentée significativement dans le groupe des veaux immunisés. Les titres en anticorps
spécifiques anti-HA, HB et HC sont significativement augmentés chez les animaux vaccinés
84
par rapport aux animaux infestés servant de groupe de contrôle. Cette augmentation de la
réponse immunitaire est corrélée avec le degré de protection observé sur les animaux. Le
niveau de protection atteint est de 95% (sur 100 larves implantées, 5 ont achevé le cycle),
stimulé par une immunisation avec HA, HB et HC. En revanche, lorsqu’on compare les veaux
vaccinés et les veaux ayant reçu l’adjuvant seul, on constate qu’un nombre similaire de larves
arrive au stade pupaison suggérant que l’effet immunomodulateur joue un rôle central dans la
sensibilité lymphocytaire et donc que l’HA purifiée n’est pas efficace comme antigène
vaccinal.
c) Chez Lucilia cuprina
Trois approches vaccinales ont été entreprises :
• La vaccination avec des PES des larves a été envisagée. Tellam et al., (1994) ont
vacciné des moutons avec 2 sérine-protéases purifiées : LCT25b et LCT25a isolées des
PES de L1. L’immunisation a produit une forte réponse en anticorps avec LCT25b et
une plus faible avec LTC25a. Cependant, le sérum des moutons vaccinés avec l’une ou
l’autre protéase n’affecte pas la croissance des larves L1, la réponse immunitaire ovine
n’est donc pas suffisante. Ces résultats sont confirmés in vivo où la croissance larvaire
sur le dos des moutons vaccinés indique aussi un défaut d’induction au niveau d’une
réponse immunitaire qui préviendrait l’établissement larvaire. Ces résultats montrent
que les sérine-protéases des PES de Lucilia cuprina ne sont pas les antigènes désignés
pour la vaccination des moutons contre Lucilia cuprina.
• Un essai de vaccination a été réalisé avec des antigènes reconnus par des anticorps
produits par les cellules B dans les noeuds lymphatiques de moutons préalablement
infestés. Bowles et al., (1996) ont conçu un vaccin avec 4 antigènes de L1 reconnus par
les anticorps du noeud lymphatique associés à l’adjuvant rovIL-1β. Cela a engendré la
présence de cellule B CD45+ c’est à dire la production d’anticorps locaux sur le site de
l’infestation. L’agrégation cellulaire visible dans l’épiderme sur le site correspond aux
cellules T CD4+, aux cellules T γδ+ et aux cellules de Langerhans présentatrices
d’antigène. Cet ensemble constitue une protection locale pour prévenir la formation de
la plaie. L’essai en antigène caché est fonction de la plaie qui permet la fuite du sérum
mais aussi, de la quantité d’anticorps exposée aux larves pour entraîner un retard de
85
croissance et une mort larvaire. Ici le vaccin a pour but d’empêcher la formation de la
plaie avec une réaction immunitaire cellulaire (cellules T γδ+) et une réaction humorale.
Les résultats ont montré une réduction du poids des larves de 85% sur les moutons
vaccinés par rapport aux moutons de contrôle.
• Des essais d’immunisation ont été développés avec des antigènes cachés provenant de
la matrice péritrophique tels que la protéine P-95. East et al., (1993) ont immunisé des
moutons avec des extraits de la membrane péritrophique. L’immunisation a eu pour
conséquence le développement d’une réponse immunitaire qui a engendré
significativement un poids moyen chez les larves divisé par deux par rapport aux larves
de contrôle en croissance. Ces antigènes ne peuvent être solubilisés que par des agents
dénaturants de fort potentiel tels que l’urée 4M. Or, comme la réponse immunitaire a
quand même lieu, cela signifie qu’ils ont conservé une intégrité structurale. Ceci est très
intéressant dans l’optique de fabriquer un vaccin, car les antigènes seraient capables de
conserver leur activité après des manipulations biochimiques visant à les purifier et à les
caractériser. De même, Tellam et Eisemann, (1998) ont vacciné des moutons avec des
antigènes issus de la membrane péritrophique au stade L1. Cette vaccination a induit
une forte réponse immunitaire humorale qui inhibe fortement la croissance larvaire, et
dans quelques cas, diminue le nombre de larves présentes donc induit une mortalité
larvaire. Ils ont démontré que l’inhibition de la croissance larvaire était due aux
anticorps avec un mécanisme d’action supposé au niveau de la membrane
péritrophique. Les anticorps se fixeraient sur les protéines de cette membrane ou sur les
oligosaccharides eux-mêmes et obstrueraient ainsi les pores membranaires, empêchant
les nutriments d’arriver au niveau des cellules épithéliales et aux protéases digestives
d’agir sur les nutriments pour les dégrader. C’est un effet anti-nutritionnel qui
provoquerait ainsi le retard de croissance constaté. Enfin Casu et al., (1997) et Tellam et
al., (2000) ont eux aussi vacciné des moutons avec, comme antigène, la P-95. La
vaccination a induit une diminution de la croissance larvaire. Les anticorps ingérés
diminuent la perméabilité de la matrice péritrophique , il y a donc un manque de
nourriture pour la larve.
Les résultats les plus encourageants ont été obtenus avec les antigènes cachés appartenant à
la membrane péritrophique et avec ceux obtenus par les anticorps provenant du noeud
86
lymphatique de moutons infestés. Les sérine-protéases ne semblent pas présenter un intérêt
majeur pour la vaccination chez Lucilia cuprina.
III.4. Discussion sur les essais
4.1. Choix de l’Ag vaccinal
a) Echec de la vaccination avec les protéases
L’échec relatif de l’immunisation des moutons par des PES de L3 d’Oestrus ovis peut
s’expliquer par le choix de l’antigène vaccinal. Les antigènes utilisés ont été les PES de L3 et
non les PES de L1 pour l’immunisation des moutons. Cependant, des résultats préliminaires
ont montré que les effets protéolytiques et les profils en SDS-PAGE des PES de L1 et des PES
de L3 sont très proches (Tabouret, 2001). Il faut également tenir compte du fait que les PES
sont un mélange protéique complexe présentant à la fois des protéases et des protéines
salivaires. En ce qui concerne les protéases, plusieurs facteurs peuvent expliquer cet échec


partie 6

a

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